Biopolym. Cell. 2022; 38(2):93-102.
http://dx.doi.org/10.7124/bc.000A77
Молекулярна та клітинна біотехнології
Отримання і характеристика агрегатів/сфероїдів нейральних клітин плодів щурів
1, 2Сукач О. М., 1Всеволодська С. О., 1Оченашко О. В., 1Шевченко М. В.
  1. Інститут проблем кріобіології і кріомедицини НАН України
    23, Переяслівська вул., Харків, Україна, 61015
  2. Харківський національний педагогічний університет імені Г. С. Сковороди
    вул. Алчевських, 29, Харків, Україна, 61002

Abstract

Мета. Пошук оптимальних умов формування агрегатів/сфероїдів нейральними клітинами (НК), отриманими з тканини головного мозку плодів щурів. Вивчення особливостей поведінки в культурі НК в складі тривимірних агрегатів/сфероїдів. Методи. Виділення НК з тканини головного мозку плодів щурів; визначення життєздатності клітин; культивування; імуноцитохімічне фарбування; аналіз проліферативної активності. Результати. Встановлено, що умовами формування агрегатів є: 1) присутність в середовищі культивування 10 % сироватки крові дорослих щурів, 2) посівна концентрація у межах 1–4×106 клітин/мл та 3) вихідна життєздатність клітин вища за 20 %. Висновки. Ізольовані НК плодів щурів при культивуванні в присутності 10 % сироватки і концентраціях вище 1 × 106 клітин/мл спонтанно формують багатоклітинні агрегати; структура агрегатів, що утворюються в процесі короткочасного культивування, залежить від вихідної життєздатності, а розмір – від вихідної життєздатності і концентрації посіяних НК; агрегати/сфероїди НК плодів щурів містять в своєму складі стовбурові/прогеніторні клітини, здатні проліферувати і диференціюватися; агрегати/сфероїди НК є тривимірними структурами, в яких створюються сприятливі умови для виживання і адекватного функціонування комітованих і стовбурових/прогеніторних НК.
Keywords: плоди щурів, нейральні клітини, агрегати, сфероїди, культивування
Повний текст: (PDF, англійською)

References

[1] Neurological Disorders: Public Health Challenges, W. H. Organization, Geneva, 2006. 218 p.
[2] Yano S, Miwa S, Mii S, Hiroshima Y, Uehara F, Kishimoto H, Tazawa H, Zhao M, Bouvet M, Fujiwara T. Cancer cells mimic in vivo spatial-temporal cell-cycle phase distribution and chemosensitivity in 3-dimensional Gelfoam histoculture but not 2-dimensional culture as visualized with real-time FUCCI imaging. Cell Cycle. 2015; 14(6):808-19.
[3] Her GJ, Wu HC, Chen MH, Chen MY, Chang SC, Wang TW. Control of three-dimensional substrate stiffness to manipulate mesenchymal stem cell fate toward neuronal or glial lineages. Acta Biomater. 2013; 9(2):5170-80.
[4] Bozza A, Coates EE, Incitti T, Ferlin KM, Messina A, Menna E, Bozzi Y, Fisher JP, Casarosa S. Neural differen-tiation of pluripotent cells in 3D alginate-based cultures. Biomaterials. 2014; 35(16):4636-45.
[5] Daud MF, Pawar KC, Claeyssens F, Ryan AJ, Haycock JW. An aligned 3D neuronal-glial co-culture model for peripheral nerve studies. Biomaterials. 2012; 33:5901-13.
[6] Sukach OM, Shevchenko MV. Three-dimensional cell cultivation systems. Biopolym Cell. 2020; 36(3):182-96.
[7] Petrenko AYu, Sukach AN. Isolation of intact mitochondria and hepatocytes using vibration. Anal Biochem. 1991; 194(2): 326-9.
[8] Sukach AN, Shevchenko MV, Liashenko TD. Comparative study of influence on fetal bovine serum and serum of adult rat on cultivation of newborn rat neural cells. Biopolym Cell. 2014; 30(5):394-400.
[9] Coder DM. Assessment of Cell. In: Robinson JP, editor. Current Protocols in Cytometry. New York: John Wiley and Sons Inc; 1997; Suppl. 15:9.2.1-9.2.14.
[10] Lin RZ, Chou LF, Chien CC, Chang HY. Dynamic analysis of hepatoma spheroid formation: roles of E-cadherin and β1-integrin. Cell Tissue Res. 2006; 324(3):411-22.