Biopolym. Cell. 2021; 37(4):259-269.
Структура та функції біополімерів
Показники системи енергозабезпечення у печінці щурів за умов різної забезпеченості харчового раціону нутрієнтами
1Волощук О. М., 1Копильчук Г. П.
  1. Чернівецький національний університет імені Юрія Федьковича
    вул. Коцюбинського, 2, Чернівці, Україна, 58012

Abstract

Мета. У роботі досліджені особливості енергозабезпечення гепатоцитів щурів за умов різної забезпеченості раціону протеїном та сахарозою. Методи. Експериментальні дієти, диференційне центрифугування, спектрофотометричні, хроматографія на пластинах Silufol. Результати. Встановлено, що за умов чотиритижневого утримування щурів на низькопротеїновому раціоні у гепатоцитах спостерігається зниження у 2.2 рази активності сукцинатдегідрогенази та втричі активності цитохромоксидази при супутньому підвищенні активності F0F1-АТФази у 1,5 рази. За досліджуваних умов у мітохондріях гепатоцитів щурів спостерігається зниження вмісту АТР на 40 % на тлі підвищення вмісту АDP та збереженні на рівні контролю вмісту АМР. Водночас за умов утримання щурів на високосахарозному раціоні у мітохондріях гепатоцитів не спостерігається достовірних змін активності сукцинатдегідрогенази, проте знижується вдвічі активність цитохромоксидази та зростає в 1.8 рази активність F0F1-АТФази. Найвираженіші зміни енергетичного забезпечення гепатоцитів спостерігаються за умов споживання низькопротеїнового/високосахарозного раціону. Встановлено зниження активності сукцинатдегідрогенази у понад 6 разів та активності цитохромоксидази до критично мінімальних значень. Водночас підвищення гідролітичної активності F0F1-АТФази вдвічі порівняно з контролем супроводжується виснаженням пулу аденілових нуклеотидів. Висновки. Зроблено висновок, що саме нестача протеїну у раціоні є визначальним фактором для системи енергозабезпечення клітин та функціонування дихального ланцюга, при цьому порушення збалансованості раціону за вмістом харчового протеїну та сахарози є критичним для формування дисбалансу енергозабезпечення гепатоцитів. Отримані результати відкривають перспективи для розробки стратегії корекції порушення енергетичного обміну за умов нутрієнтного дисбалансу.
Keywords: сукцинатдегідрогеназа, цитохромоксидаза, F0F1-ATФаза, печінка, нутрієнти

References

[1] Castellanos JAK, Rodríguez PSM, Cardoso SG, Díaz DE, Tejero BME, del Bosque PL, Carbó ZR. Adipose tissue redistribution caused by an early consumption of a high sucrose diet in a rat model. Nutr Hosp. 2015; 31(6): 2546-53.
[2] Jørgensen W, Rud KA, Mortensen OH, Frandsen L, Grunnet N, Quistorff B. Your mitochondria are what you eat: a high‐fat or a high‐sucrose diet eliminates metabolic flexibility in isolated mitochondria from rat skeletal muscle. Physiol Rep. 2017; 5(6): e13207.
[3] Aw WC, Youngson NA, Ballard JWO. Can we alter dietary macronutrient compositions and alleviate mitochondrial disease? J Rare Dis Res Treat. 2016; 1(3):31-7.
[4] Rodríguez-Correa E, González-Pére I, Clavel-Pérez PI, Contreras-Vargas Y, Carvajal K. Biochemical and nutri-tional overview of diet-induced metabolic syndrome models in rats: what is the best choice? Nutr Diabetes. 2020; 10(24).
[5] van Zutphen T, Ciapaite J, Bloks VW, Ackereley C, Gerding A, Jurdzinski A, de Moraes RA, Zhang L, Wolters JC, Bischoff R, Wanders RJ, Houten SM, Bronte-Tinkew D, Shatseva T, Lewis GF, Groen AK, Reijngoud DJ, Bakker BM, Jonker JW, Kim PK, Bandsma RH. Malnutrition-associated liver steatosis and ATP depletion is caused by peroxisomal and mitochondrial dysfunction. J Hepatol. 2016; 65(6):1198-1208.
[6] Sangar V, Eddy JA, Simeonidis E, Price ND. Mechanistic modeling of aberrant energy metabolism in human disease. Front Physiol. 2012; 25(3):404.
[7] Shimada S, Maeda S, Hikita M, Mieda-Higa K, Uene S, Nariai Y, Shinzawa-Itoh K. Solubilization conditions for bovine heart mitochondrial membranes allow selective purification of large quantities of respiratory complexes I, III, and V. Protein Expr Purif. 2018; 150:33-43.
[8] Dobrelia NV, Boitsova LV, Danova IV. Legal basis for conducting ethical expertise in preclinical studies of medical products using laboratory animals. Sixth National Congress on Bioethics. 2016; 47.
[9] European Convention for the Protection of Vertebrate Animals used for Experimental and Other Scientifi c Purposes. European Treaty Series No. 123 Strasbourg, 18.III.1986. Strasbourg: Council of Europe; 1986. 53p.
[10] Reeves P, Nielsen F, Fahey G. AIN-93 purified diets for laboratory rodents: final report of the American Institute of Nutrition ad hoc writing committee on the reformulation of the AIN-76A rodent. J Nutr. 1993; 123(11):1939-51.
[11] Fernandes-Lima F, Monte L, Nascimento F, Gregório B. Short exposure to a high-sucrose diet and the first 'hit' of nonalcoholic fatty liver disease in mice. Cells. Tissues Organs. 2016; 201(6): 464-72.
[12] Aoun M, Feillet-Coudray C, Fouret G, Chabi B, Crouzier D, Ferreri C, Chatgilialoglu C, Wrutniak-Cabello C, Cristol JP, Carbonneau MA, Coudray C. Rat liver mitochondrial membrane characteristics and mitochondrial-functions are more profoundly altered by dietary lipid quantity than bydietary li-pid quality: effect of different nutritional lipid patterns. Br J Nutr. 2011; 107 (5):647-59.
[13] Bradford MM. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem. 1976; 72:248-54.
[14] Ahmad F, Alamoudi W, Haque S, Salahuddin M, Alsamman K. Simple, reliable, and time-efficient colorimetric method for the assessment of mitochondrial function and toxicity. Bosn J Basic Med Sci. 2018; 18(4):367-74.
[15] Straus W. Colorimetric microdetermination of cytochrome c oxidase. Biol Chem. 1954; 207:733-43.
[16] Gabibov MM. Effect of hyperbaric oxygenation on proton ATPase activity in mitochondria of various rat tissues. Ukr Biokhim Zh. 1986; 58(5):81-3.
[17] Zarubina IV, Krivoruchko BI. Separation and direct quantification of adenine nucleotides on silofole. Ukr Biokhim Zh. 1982; 54(4): 437-39.
[18] Kopylchuk GP, Voloshchuk OM. NADH:ubiquinone reductase and succinate dehydrogenase activity in the liver of rats with acetaminopheninduced toxic hepatitis on the background of alimentary protein deficiency. Ukr Biochem J. 2015; 87(1): 121-26.
[19] Pannala VR, Camara AKS, Dash RK. Modeling the detailed kinetics of mitochondrial cytochrome c oxidase: catalytic mechanism and nitric oxide inhibition. J Appl Physiol. 2016; 121: 1196-1207.
[20] Zheng J, Ramirez VD. Inhibition of mitochondrial proton F0F1-ATPase/ATP synthase by polyphenolic phytochemicals. Br J Pharmacol. 2000; 130(5):1115-23.
[21] Huang LJ, Hsu C, Tsai TN, Wang SJ, Yang RC. Suppression of mitochondrial ATPase inhibitor protein (IF1) in the liver of late septic rats. Biochim Biophys Acta. 2007; 1767 (7):888-96.
[22] Mikirova N, Riordan HD, Kirby RK, Klykov A, Jackson JA. Monitoring of ATP levels in red blood cells and t cells of healthy and ill subjects and the effects of age on mitochondrial potential. J Orthomol Med. 2004; 20(1):50-8.
[23] Ruiz-Ramírez A, Chávez-Salgado M, Peñeda-Flores JA, Zapata E, Masso F, El-Hafidi M. High-sucrose diet increases ROS generation, FFA accumulation, UCP2 level, and proton leak in liver mitochondria. Am J Physiol Endocrinol Metab. 2011; 301(6): E1198-E1207.
[24] Corte KWD, Perrar I, Penczynski KJ, Schwingshack L, Herder C, Buyken AE. Effect of dietary sugar intake on biomarkers of subclinical inflammation: a systematic review and meta-analysis of intervention studies. Nutrients. 2018; 10(5):606.
[25] Schutt AK, Chellakkan SBW, Cecilia T, William E, Farook J, Yallampalli C. Preovulatory exposure to a protein-restricted diet disrupts amino acid kinetics and alters mitochondrial structure and function in the rat oocyte and is partially rescued by folic acid. Reprod Biol Endocrinol. 2019; 17(12):25-38.
[26] Kim J, Yang G, Kim Y, Kim J, Ha J. AMPK activators: mechanisms of action and physiological activities. Exp Mol Med. 2016; 48:e224.
[27] Berglund ED, Lee-Young RS, Lustig DG, Lynes SE, Donahue E., Camacho RC, Meredith ME, Magnuson MA, Charron MJ, Wasserman DH. Hepatic energy state is regulated by glucagon receptor signaling in mice. J Clin Invest. 2009; 119(8):2412-22.
[28] Beyenbach KW, Wieczorek H. The V-type H+-ATPase: molecular structure and function, physiological roles and regulation. J Exp Biol. 2006; 209(4):577-89.
[29] Li CY, Liu JZ, Wu LP. Effects of hypobaric hypoxia on adenine nucleotide pools, adenine nucleotide transporter activity and protein expression in rat liver. World J Gastroenterol. 2006; 12(13):2120-24.