Biopolym. Cell. 2021; 37(1):14-22.
http://dx.doi.org/10.7124/bc.000A48
Молекулярна та клітинна біотехнології
Вплив кріоконсервування з полівініловим спиртом на збереженість і функціональну активність інтерстиціальних клітин сім’яників щурів
1, 2, 3Пахомов О. В., 1, 4Сидоренко О. С.
  1. Інститут проблем кріобіології і кріомедицини НАН України
    23, Переяслівська вул., Харків, Україна, 61015
  2. Харківський національний університет ім. В. Н. Каразина
    пл. Свободи, 4, Харків, Україна, 61022
  3. Харківський національний медичний університет
    Пр. Науки, 4, Харків, Україна, 61022
  4. Інститут сцинтиляційних материалів НАН України
    Пр. Леніна, 60, Харків, Україна, 61001

Abstract

Мета. Вивчити вплив полівінілового спирту (ПВС) в кріозахисному середовищі на виживання і проліферацію інтерстиціальних клітин (ІК) сім’яників щурів після кріоконсервування. Методи. ІК отримували з сім’яників щурів ферментативним методом з використанням колагенази (тип I) і ДНКази I. Отримані клітини кріоконсервували за трьома методами. У методах 1 і 2 використовувалося кріозахисне середовище (КС) на основі 1,4 M диметилсульфоксиду (ДМСО) і 10 % фетальної телячої сироватки (ФТС), при цьому застосовувалися різні швидкості охолодження до -70 °C. Метод 1: ІК охолоджували зі швидкістю 1 °C/хв. Метод 2: після початку кристалізації клітини охолоджували зі швидкістю 15 °C/хв до –40 °C і зі швидкістю 20 °C/хв від –40 до –70 °C. Метод 3 передбачав швидкість охолодження 1 °C/хв, але ФТС була замінена на 20 мг/мл ПВС. При досягненні температури –70 °C зразки занурювали в рідкий азот (–196 °C). Після нагрівання і видалення кріозахисного середовища ІК культивували в середовищі Ham’s/F12 з хоріонічним гонадотропіном людини (ХГЛ) і без нього. Результати. Використання методу 2 дозволило підвищити виживаність клітин Лейдіга в зразках до 79,5 (70,0; 90,0)% в порівнянні з методом 1 (42,0 (37,0; 47,0)%). Використання ПВС в методі 3 не вплинуло на виживання ІК і клітин Лейдіга в порівнянні з методом 1. Культивування клітин показало, що кількість клітин Лейдіга в лунках збільшилася до 17 (0,09; 0,39) і 0,12 (0,08; 0,14) × 106 після кріоконсервування за способами 2 і 3 відповідно, коли клітини стимулювали ХГЛ. Ці значення в кілька разів перевищують вихідну кількість клітин в лунках (0,65 (0,57; 0,71) × 104). Висновок. ПВС в поєднанні з іншими компонентами кріозахисного середовища сприяв збереженню клітин Лейдіга, здатних до подальшої проліферації в культурі, особливо в присутності ХГЛ.
Keywords: інтерстиціальні клітини сім’яників, клітини Лейдіга, кріоконсервування, полівініловий спирт, проліферація клітин, хоріонічний гонадотропін людини
Повний текст: (PDF, англійською)

References

[1] Schlatt S, Honaramooz A, Boiani M, Schöler HR, Dobrinski I. Progeny from sperm obtained after ectopic grafting of neonatal mouse testes. Biol Reprod. 2003;68(6):2331-5.
[2] Woelders H, Windig J, Hiemstra SJ. How developments in cryobiology, reproductive technologies and conservation genomics could shape gene banking strategies for (farm) animals. Reprod Domest Anim. 2012;47 Suppl 4:264-73.
[3] Kirpatovskii VI, Efremov GD, Frolova EV, Kudryavtseva LV. Stimulation of Spermatogenesis and Synthesis of Testosterone by Allotransplantation of Neonatal Testicular Tissue under Tunica Albuginea of Cryptorchid Testis. Bull Exp Biol Med. 2019;166(4):497-502.
[4] Gao X, Chang XB, Wu RY, Zhan BY. Allotransplantation of cryopreserved human Leydig cells. Transplant Proc. 1994;26(6):3490.
[5] Tai J, Tze WJ, Johnson HW. Cryopreservation of rat Leydig cells for in vitro and in vivo studies. Horm Metab Res. 1994;26(3):145-7.
[6] Chen GR, Ge RS, Lin H, Dong L, Sottas CM, Hardy MP. Development of a cryopreservation protocol for Leydig cells. Hum Reprod. 2007;22(8):2160-8.
[7] Hurina TM, Pakhomov OV, Bozhok HA, Bondarenko TP. Method for cryopreservation of testicular cell suspen-sion of mammals. Patent UA, no. 91787, 2010.
[8] Gurina TM, Pakhomov AV, Bozhok GA. Effect of Cooling Rate under Various Temperature Intervals on Survival of Steroidogenic Potential of Suspension of Interstitial Cells of Adult Rat’s Testes. Problems of Cryobiology and Cryomedicine. 2007; 17(4): 394–402.
[9] Gurina TM, Pakhomov AV, Kyryliuk AL, Bozhok GA. Development of a cryopreservation protocol for testicular interstitial cells with the account of temperature intervals for controlled cooling below -60°C. Cryobiology. 2011;62(2):107-14.
[10] Truyen U, Parrish CR, Harder TC, Kaaden OR. There is nothing permanent except change. The emergence of new virus diseases. Vet Microbiol. 1995;43(2-3):103-22.
[11] Hinckley GT, Johnson CJ, Jacobson KH, Bartholomay C, McMahon KD, McKenzie D, Aiken JM, Pedersen JA. Persistence of pathogenic prion protein during simulated wastewater treatment processes. Environ Sci Technol. 2008;42(14):5254-9.
[12] van Os HC, Drogendijk AC, Fetter WP, Heijtink RA, Zeilmaker GH. The influence of contamination of culture medium with hepatitis B virus on the outcome of in vitro fertilization pregnancies. Am J Obstet Gynecol. 1991;165(1):152-9.
[13] Snyman E, Van der Merwe JV. Endotoxin-polluted medium in a human in vitro fertilization program. Fertil Steril. 1986;46(2):273-6.
[14] Petrenko YuA. Cryopreservation of human embryonic liver cells using DMSO and high molecular weight polymers. Problems of Cryobiology. 2003; (3): 80–7.
[15] Liu Y, Xu X, Ma XH, Liu J, Cui ZF. Effect of various freezing solutions on cryopreservation of mesenchymal stem cells from different animal species. Cryo Letters. 2011;32(5):425-35.
[16] Knight CA, Wen D, Laursen RA. Nonequilibrium antifreeze peptides and the recrystallization of ice. Cryobiology. 1995;32(1):23-34.
[17] Tekin K, Daşkın A. Effect of polyvinyl alcohol on survival and function of angora buck spermatozoa following cryopreservation. Cryobiology. 2019;89:60-67.
[18] Klinefelter GR, Hall PF, Ewing LL. Effect of luteinizing hormone deprivation in situ on steroidogenesis of rat Leydig cells purified by a multistep procedure. Biol Reprod. 1987;36(3):769-83.
[19] Pegg DE. Principles of cryopreservation. Methods Mol Biol. 2015;1257:3-19.
[20] Zakharov B, Fisyuk A, Fitch A, Watier Y, Kostyuchenko A, Varshney D, Sztucki M, Boldyreva E, Shalaev E. Ice Recrystallization in a Solution of a Cryoprotector and Its Inhibition by a Protein: Synchrotron X-Ray Diffraction Study. J Pharm Sci. 2016;105(7):2129-38.
[21] Bruyère P, Baudot A, Joly T, Commin L, Pillet E, Guérin P, Louis G, Josson-Schramme A, Buff S. A chemically defined medium for rabbit embryo cryopreservation. PLoS One. 2013;8(8):e71547.
[22] Liu Y, Xu X, Ma X, Martin-Rendon E, Watt S, Cui Z. Cryopreservation of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells with reduced dimethylsulfoxide and well-defined freezing solutions. Biotechnol Prog. 2010;26(6):1635-43.
[23] Riccetti L, De Pascali F, Gilioli L, Potì F, Giva LB, Marino M, Tagliavini S, Trenti T, Fanelli F, Mezzullo M, Pagotto U, Simoni M, Casarini L. Human LH and hCG stimulate differently the early signalling pathways but result in equal testosterone synthesis in mouse Leydig cells in vitro. Reprod Biol Endocrinol. 2017;15(1):2.
[24] Nisula B, Bartocci A. Choriogonadotropin and immunity: a reevaluation. Ann Endocrinol (Paris). 1984;45(4-5):315-9.
[25] Zhao S, Zhu W, Xue S, Han D. Testicular defense systems: immune privilege and innate immunity. Cell Mol Immunol. 2014;11(5):428-37.