Biopolym. Cell. 2020; 36(6):423-432.
Молекулярна та клітинна біотехнології
Створення біотехнологічних рослин комерційної лінії озимого ріпаку Brassica napus L., стійких до дії гліфосату
- Інститут клітинної біології та генетичної інженерії НАН України
вул. Академіка Заболотного, 148, Київ, Україна, 03143 - Всеукраїнський науковий інститут селекції
вул. Васbльківська 30, Київ, Україна, 03022 - Національний університет біоресурсів і природокористування України
вул. Героїв Оборони, 15, Київ, Україна, 03041
Abstract
Мета. Створити біотехнологічні рослини озимого ріпаку комерційної лінії, які несуть гени резистентності до гліфосату та фосфінострицину. Методи. Вико-рис-то-ву-вали метод культури тканин in vitro, метод Agrobacterium-опосередкованої генетичної трансформації, метод полімеразної ланцюгової реакції та метод χ2. Результати. Наведено результати ПЛР аналізу біотехнологічних рослин озимого ріпаку, отриманих після генетичної трансформації, за геном CP4 epsps, який підтвердив наявність вставки у 11 з 12 рослин, а також за геном bar, яким підтверджено наявність інтеграції трансгену у 6 з 7 рослин. Всі отримані рослини-регенеранти були адаптовані до умов in vivo, оброблені гліфосатом та яровизовані. Отримане насіння стерильно пророщували та визначали розщеплення за ознакою стійкості до селективного агента. Висновок. Отримано 11 біотехнологічних рослин з генами стійкості до гліфосату (epsps) та канаміцину (nptII), а також 6 біотехнологічних рослин, що крім гена epsps містять в ядерному геномі гени стійкості до фосфінотрицину (bar). Наявність білка CP4 EPSPS в трансгенних рослинах ріпаку доведена за допомогою молекулярного аналізу експресії білків використовуючи імуно-тест систему. Експресію генів стійкості до селективних агентів було підтверджено у поколінні T1.
Keywords: Brassica napus, озимий ріпак, ген bar, ген epsps, ген nptII, генетична трансформація
Повний текст: (PDF, англійською)
References
[1]
Gianessi LP. The increasing importance of herbicides in worldwide crop production. Pest Manag Sci. 2013;69(10):1099-105.
[2]
Imran M, Asad S, Barboza AL, Galeano E, Carrer H, Mukhtar Z. Genetically transformed tobacco plants expressing synthetic EPSPS gene confer tolerance against glyphosate herbicide. Physiol Mol Biol Plants. 2017;23(2):453-460.
[3]
Barry G, Kishore G, Padgette S, Taylor M, Kolacz K, Weldon M, Re D, Eichholtz D, Fincher K, Hallas L. Inhibitors of amino acid biosynthesis: strategies for imparting glyphosate tolerance to crop plants. In: Singh BK, Flores HE, Shannon JC (eds) Biosynthesis and molecular regulation of amino acids in plants. American Society of Plant Physiologists. 1992; 7:139-45.
[4]
Kishore GM, Padgette SR, Fraley RT. History of herbicide-tolerant crops, methods of development and current state of the artemphasis on glyphosate tolerance. Weed Technology. 1992; 6(3):626-34.
[5]
Zhao Z, Gu W, Cai T, Tagliani L, Hondred D, Bond D, Schroeder S, Rudert M, Pierce D. High throughput genetic transformation mediated by Agrobacterium tumefaciens in maize. Mol Breed. 2001; 8:323-33.
[6]
Dai S, Zheng P, Marmey P, Zhang S, Tian W, Chen S, Beachy RN, Fauquet C. Comparative analysis of transgenic rice plants obtained by Agrobacterium-mediated transformation and particle bombardment. Mol Breed. 2001; 7:25-33.
[7]
Sakhno LO. Plant biomass increase: recent advances in genetic engineering. Biopolym Cell. 2013; 29(6):443-53.
[8]
Sakhno LO, Lystvan KV, Kuchuk MV. Antioxidant activity of leaf of biotechnological rape (Brassica napus L.), resistant to herbicides based on glyphosate and glufosinate. Visnyk Kharkivskoho natsionalnoho ahrarnoho universytetu, Seriia: Biolohiia. 2015; 3(36):62-70.
[9]
Sakhno LO, Komarnitsskii IK, Kuchuk MV. Inheritance of glyphosate and glufosinate resistance in T1-T2 generations of biotechnological canola (Brassica napus L.) plants. Visnyk Ukrainskoho tovarystva henetykiv i selektsioneriv. 2015; 13(1):3-10.
[10]
Murashige T, Skoog FA. Revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures. Physiol Plant. 1962; 15:473-97.
[11]
Hnatyuk IS, Varchenko OI, Kuchuk MV, Parii MF, Symonenko YuV. Development of an effective in vitro regeneration system for Ukrainian breeding winter rape Brassica napus L. Cytol Genet. 2020; 54(4):341-6.
[12]
Hnatyuk IS, Varchenko OI, Bannikova MA, Kuchuk MV, Parii MF, Symonenko YuV. Development of an effective technique for in vitro Agrobacterium-mediated genetic transformation of winter rape Brassica napus L. AgroLife Scientific Journal. 2020; 9(1):149-55.
[13]
Bertani G. Studies on lysogenesis. I. The mode of phage liberation by lysogenic Escherichia coli. J Bacteriol. 1951; 62(3):293-300.
[14]
Sambrook J, Fritsch EF, Maniatis T. Molecular Cloning: A Laboratory Manual, 2nd ed. Cold Spring Harbor, NY: Cold Spring Harbor Laboratory, 1989; 1626 p.
[15]
Mashayekhi M, Shakib AM, Ahmad-Raji M, Ghasemi Bezdi K. Gene transformation potential of commercial canola (Brassica napus L.) cultivars using cotyledon and hypocotyl explants. Afr J Biotechnol. 2008; 7(24):4459-63.
[16]
Rahnama H, Sheykhhasan M. Transformation and light inducible expression of cry1ab gene in oilseed rape (Brassica napus L.). J Sci Islamic Repub Iran. 2016; 27(4):313-9.
[17]
Cardoza V, Stewart CN. Increased Agrobacterium-mediated transformation and rooting efficiencies in canola (Brassica napus L.) from hypocotyl segment explants. Plant Cell Rep. 2003;21(6):599-604. doi: 10.1007/s00299-002-0560-y.
[18]
Savelieva EM, Tarakanov IG. Control of flowering in canola plants with various response to photoperiodic and low-temperature induction. Izvestiya of Timiryazev Agricultural Academy. 2014; 2:57-68.
[19]
Filek M, Koscielniak J, Macháčková I, Krekule J. Generative development of winter rape (Brassica napus L.) - The role of vernalization. Int J Plant Develop Biol. 2007; 1(1):57-63.
[20]
Waalen WM, Stavang JA, Olsen JE, Rognli OA. The relationship between vernalization saturation and the main-tenance of freezing tolerance in winter rapeseed. Environ Exp Bot. 2014; 106:164-73.
