Biopolym. Cell. 2020; 36(2):122-132.
http://dx.doi.org/10.7124/bc.000A26
Методи
Вітрифікація тканини яєчка щурів з використанням біополімерів
1Волкова Н. О., 1Юхта М. С., 1Гольцев А. М.
  1. Інститут проблем кріобіології і кріомедицини НАН України
    23, Переяслівська вул., Харків, Україна, 61015

Abstract

Мета. Проведення порівняльної оцінки впливу кріоконсервування шляхом вітрифікації на морфофункціональні характеристики незрілої тканини яєчок щурів під захистом кріосередовищ на основі біополімерних гелів. Методи. Зразки яєчок статевонезрілих щурів були швидко занурені в рідкий азот під захистом кріосередовища 1 (15 % ДМСО + 18 % гліцерин + 0,5 М сахароза) або кріосередовища 2 (15 % ДМСО + 18 % гліцерин + 15 % ПЕО) на основі біополімерів (бичачий сироватковий альбумін (БСА), колаген (КГ) або фібриновий (ФГ) гель). Групи порівняння: інтактний контроль і фрагменти, вітрифіковані в розчині Хенкса. Результати. На відміну від БСА та КГ, ФГ мав більш виражений протекторний ефект. Його поєднання з кріосередовищем 1 призвело до зниження ступеня ретракції та десквамації сперматогенного епітелію, а також до збільшення щільності клітин у ньому в 3 рази порівняно з негативним контролем. За даними MTT-тесту метаболічна активність тканин яєчка, вітрифікованих під захистом ФГ та кріосередовища 1, зросла в 2,75 рази порівняно з негативним контролем (БСА та КГ з цим кріосередовище – в 2,1 та 2,0 рази відповідно). Аналогічна тенденція спостерігалася при дослідженні активності ЛДГ. Біополімери з кріосередовищем 2 мали позитивний ефект при гістологічному дослідженні, але не сприяли збереженню метаболічної активності клітин сперматогенного епітелію. Висновок. Кріосередовище 1 на основі фібринового гелю виявилася найбільш оптимальним серед усіх вивчених комбінацій біополімерів і кріопротекторів. Отримані дані можуть бути використані для обґрунтування і розробки ефективних методів вітрифікації сім’яних канальців людини з використанням біополімерів.
Keywords: незріла тканину яєчка, сперматогенний епітелій, кріозахисне середовище, колагеновий гель, фібриновий гель, метаболічна активність
Повний текст: (PDF, англійською)

References

[1] Keros V, Hultenby K, Borgstrom B, Fridstrom M, Jahnukainen K, Hovatta O. Methods of cryopreservation of testicular tissue with viable spermatogonia in pre-pubertal boys undergoing gonadotoxic cancer treatment. Human Reproduction. 2007; 22 (5): 1384-95.
[2] Stukenborg JB, Jahnukainen K, Hutka M, Mitchell RT. Cancer treatment in childhood and testicular function: the importance of the somatic environment. Endocrine connections. 2018; 7(2): R69-87.
[3] Ginsburg ES, Yanushpolsky EH, Jackson KV. In vitro fertilization for cancer patients and survivors. Fertility and Sterility. 2001; 75(4): 705-10.
[4] Poels J, Langendonckt A, Many MC, Wese FX, Wyns C. Vitrification preserves proliferation capacity in human spermatogonia. Hum Reprod. 2013;28(3): 578-589.
[5] Dimasi L. Meeting increased demands on cell-based processes by using defined media supplements. BioProcess International. 2011; 9(8): 48-58.
[6] Keros V, Rosenlund B, Hultenby K, Aghajanova L, Levkov L, Hovatta O. Optimizing cryopreservation of human testicular tissue: comparison of protocols with glycerol, propanediol and dimethylsulphoxide as cryoprotectants. Hum Reprod. 2005;20(6): 1676-1687.
[7] Nicodemus GD, Bryant SJ. Cell encapsulation in biodegradable hydrogels for tissue engineering applications. Tissue Eng Part B Rewires. 2008; 4: 149-65.
[8] Jafari M, Paknejad Z, Rad MR, Motamedian SR, Eghbal MJ, Nadjmi N, Khojasteh A. Polymeric scaffolds in tissue engineering: a literature review. J Biomed Mater Res B. 2017; 105(2): 431-59.
[9] Guarino V, Ambrosio L. Properties of biomedical foams for tissue engineering applications. In: Netti PA (ed.) Biomedical foams for tissue engineering applications. - Woodhead Publishing, Cambridge, 2014; pp 40-70.
[10] Gelse K, Posch E, Aigner T. Collagens - structure, function, and biosynthesis. Adv Drug Deliv Rev. 2003; 55(12):1531-46.
[11] Allenspach AL, Kraemer TG. Ice crystal patterns in artificialgels of extracellular matrix molecules after quick-freezing and freeze-substitution. Cryobiology. 1989; 26: 170-9.
[12] Volkova N, Yukhta M, Goltsev A. Biopolymer gels as a basis of cryoprotective medium for testicular tissue of rats. Cell and tissue banking. 2018; 19(4), 819-26.
[13] Volkova NO, Yukhta MS, Chernyshenko LG, Stepanyuk LV, Sokil LV, Goltsev AM. Cryopreservation of Rat Seminiferous Tubules Using Biopolymers and Slow Non-Controlled Rate Cooling. Problems of Cryobiology and Cryomedicine. 2018; 28(4): 278-92.
[14] European Convention for the Protection of Vertebrate Animals used for Experimental and Other Scientifi c Purposes. European Treaty Series No. 123 Strasbourg, 18.III.1986. Strasbourg: Council of Europe; 1986. 53p.
[15] Campion SN, Carvallo FR, Chapin RE, Now-land WS, Beauchamp D, Jamon R, Koitz R, Winton TR, Cappon GD, Hurtt ME. Comparative assessment of the timing of sexual maturation in male Wistar Han and Spra-gue-Dawley rats. Reprod Toxicol. 2013; 38(7): 16-24.
[16] Chandrakasan G, Torchia DA, Piez KA. Preparation of intact monomeric collagen from rat tail tendon and skin and the structure of the nonhelical ends in solution. J Biol Chem. 1976; 251: 6062-7.
[17] Milazzo JP, Vaudreuil L, Cauliez B, Gruel E, Masse L, Mousset-Simeon N, Mace B, Rives N. Comparison of conditions for cryopreservation of testicular tissue fromimmature mice. Hum Reprod. 2008; 23: 17-28.
[18] Mossman T. Rapid colorimetric assay for cellular growth and survival: application to proliferation and cytotoxicity assays. J Immunol Methods. 1983; 65(1-2): 55-63.
[19] Chiti MC, Dolmans MM, Donnez J, Amorim CA. Fibrin inreproductive tissue engineering: a review on its application as a biomaterial for fertility preservation. Annals of biomedical engineering. 2017; 45(7): 1650-63.
[20] Miyamoto Y, Enosawa S, Takeuchi T, Takezawa T. Cryopreservation in situ of cell monolayers on collagen vitri-gel membrane culture substrata: ready-to-use preparation of primary hepatocytes and ES cells. Cell Transplant. 2009; 18(5): 619-26.