Biopolym. Cell. 2019; 35(2):118-128.
http://dx.doi.org/10.7124/bc.00099D
Молекулярна та клітинна біотехнології
Вплив розмноження in vitro рослин виду Crambe aspera на вміст жирних кислот, фенольних сполук та генетичну стабільність.
1Пушкарьова Н. О., 2Лахнеко О. Р., 2Могрун Б. В., 2Кучук М. В., 1°Блюм Я. Б., 1Ємець А. І.
  1. Інститут харчової біотехнології та геноміки НАН України
    Вул. Осиповського, 2А, Київ, Україна, 04123
  2. Інститут клітинної біології та генетичної інженерії НАН України
    вул. Академіка Заболотного, 148, Київ, Україна, 03680

Abstract

Застосування культури іn vitro для збереження рідкісних видів має ряд переваг. Мета. Дослідження вмісту жирних кислот, фенольних сполук та філогенетичних зв’язків рослин Crambe aspera може допомогти оцінити вплив культивування in vitro. Методи. Було досліджено морфогенний потенціал листкових, кореневих та черешкових експлантів Crambe aspera на середовищі MS з різним вмістом регуляторів росту. Вміст жирних кислот визначали за допомогою газової хромато-мас спектрометрії ефірів жирних кислот. Вміст фенольних сполук визначали за допомогою спектрофотометра. Полімеразна ланцюгова реакція була застосована для дослідження філогенетичних зв’язків. Результати. Було встановлено ефективні протоколи поверхневої стерилізації насіння разом з методами швидкого мікроклонального розмноження та отримання калюсної культури для виду C. aspera. Висновки. Отримані результати свідчать про високий вміст α-ліноленової та відсутність еруковї кислоти у листках рослин що культивували як in vitro, так і in vivo. В той же час, було встановлено різницю біохімічного складу між рослинами з асептичних та грунтових умов. Популяції C. aspera що зростали в умовах in vivo показали високий рівень поліморфізму але їх геном після введення культуру in vitro був стабільним.
Keywords: Crambe aspera, регенерація in vitro, жирні кислоти, фенольні сполуки, SSR- та ISSR-маркери
Повний текст: (PDF, англійською)

References

[1] Didukh YP. Crambe aspera. Red data book of Ukraine. Plant kingdom. K.: Globalconsulting, 2009:358.
[2] Belokurova V. Methods of Biotechnology in system of efforts aimed at plant biodiversity preservation. Cytol Genet. 2010;44(3):174–85.
[3] Nayak S, Kaur T, Mohanty S, Ghosh G, Choudhury R, Acharya L, Subudhi E. In vitro and ex vitro evaluation of long-term micropropagated turmeric as analyzed through cytophotometry, phytoconstituents, biochemical and molecular markers. Plant Growth Regul. 2011;64(1):91–8.
[4] Nehra N, Kartha K, Stushnott C, Giles K. The influence of plant growth regulator concentrations and callus age on somaclonal variation in callus culture regenerants of strawberry. Plant Cell Tissue Organ Cult. 1992;29(3):257–68.
[5] Sun X-Q, Pang H, Guo J-l, Peng B, Bai M-m, Hang Y-y. Fatty acid analysis of the seed oil in a germplasm collection of 94 species in 58 genera of brassicaceae. Chem Ind Forest Prod. 2011;31(6):46–54.
[6] Haslam TM, Kunst L. Extending the story of very-long-chain fatty acid elongation. Plant Sci. 2013;210:93-107.
[7] Taylor D, Guo Y, Katavic V, Mietkiewska E, Francis T, Bettger W. New seed oils for improved human and animal health and as industrial feedstocks: Genetic manipulation of the Brassicaceae to produce oils enriched in nervonic acid, in: Krishnan AB. (Ed.), Modification of Seed Composition to Promote Health and Nutrition, ASA-CSSA-SSSA Publishing, Madison, Wisconsin, USA, 2009; 219–33.
[8] Meot-Duros L, Magné C. Antioxidant activity and phenol content of Crithmum maritimum L. leaves. Plant Physiol Biochem. 2009;47(1):37-41.
[9] Ghasemi Pirbalout A, Rahnama GH, Malekpoor F, Roohi Broujenl H. Variation in antibacterial activity and phenolic content of Hypericum scabrum L. populations. J Med Plants Res. 2011;5(17):4119–25.
[10] Haq M, Sani W, Hossain ABMS, Taha RM, Monneruzzaman KM. Total phenolic contents, antioxidant and antimicrobial activities of Bruguiera gymnorrhiza. J Med Plants Res. 2011;5(17):4112–8.
[11] Pushkarova N, Belokurova V, Kuchuk M. Seed surface sterilization efficiency as an important prerequisite in formation of endangered plant species in vitro collections. Fact Exp Evol Organis. 2015;17:241–4.
[12] Murashige T, Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol Plant. 1962;15(3):473–97.
[13] Konvalyuk II, Kravets NB, Drobyk NM, Mel’nyk VM, Kunakh VA. Direct organogenesis in vitro of Gentiana lutea L. Biotechnology. 2010;3(5):66-73.
[14] Hlushchenko AV. Quantitative determination of polyphenols in extracts of Salsola collina l. Sb. nauk. sprats' sotrud. NMAPO imeni P. L. Shupika. 2014;23(4):240–5.
[15] State Pharmacopoeia of Ukraine. 1st ed. Appendix 3. Kharkiv: SE «Scientific Expert Pharmacopoeia Center», 2009:280 p.
[16] Yevdokimova OV. Development and validation of the method of quantitative determination of the amount of flavonoids in the grass of the tortoiseshell. VSU Herald, series: Chemistry. Biology Pharmacy. 2007;2:155–60.
[17] Garcés R, Mancha M. One-step lipid extraction and fatty acid methyl esters preparation from fresh plant tissues. Anal Biochem. 1993;211(1):139-43.
[18] Brody JR, Kern SE. History and principles of conductive media for standard DNA electrophoresis. Anal Biochem. 2004;333(1):1-13. Review.
[19] Qi W, Lin F, Liu Y, Huang B, Cheng J, Zhang W, Zhao H. High-throughput development of simple sequence repeat markers for genetic diversity research in Crambe abyssinica. BMC Plant Biol. 2016;16(1):139.
[20] Lowe AJ, Jones AE, Raybould AF, Trick M, Moule CL, Edwards KJ. Transferability and genome specificity of a new set of microsatellite primers among Brassica species of the U triangle. Mol Ecol Notes. 2002;2(1):7–11.
[21] Werner ET, Soares TC, Gontijo AB, Souza Neto JD, do Amaral JA. Genetic stability of micropropagated plants of Crambe abyssinica Hochst using ISSR markers. Genet Mol Res. 2015;14(4):16450-60.
[22] Khalin RMA, Soliman KhA, Rashed NAK, Ibrahim SA. Genetic polymorphism of some medicinal plants belonging to Brassicaceae using molecular markers. Egypt J Genet Cytol. 2010;39(1):41–55.
[23] Singhal H, Ren YR, Kern SE. Improved DNA electrophoresis in conditions favoring polyborates and lewis acid complexation. PLoS One. 2010;5(6):e11318. PubMed Central
[24] Sambrook J, Russell D. Molecular cloning: a laboratory manual. New York: CSHL Press, 2001; 2344 p.
[25] Perrier X, Flori A, Bonnot F. Data analysis methods. In: Hamon P, Seguin M, Perrier X, Glaszmann JC Ed. Genetic diversity of cultivated tropical plants. Enfield, Science Publishers. Montpellier. 2003:43–76.
[26] Bowes B. In vitro Morphogenesis of Crambe maritima L. Protoplasma. 1976;89(1-2):185–8.
[27] Li X, Ahlman A, Lindgren H, Zhu L-H. Highly efficient in vitro regeneration of the industrial oilseed crop Crambe abyssinica. Ind Crops Prod. 2011;33(1):170–5.
[28] Piovan A, Cassina G, Filippini R. Crambe tataria: actions for ex situ conservation. Biodivers Conserv. 2011;20(2):359–71.
[29] Kunakh VA, Mozhylevska LP, Bublyk OM, Kolonina IV, Muzyka VI. Microclonal propagation of Ungernia victoris Vved. ex. Artjuschenko. Biotechnology. 2008;1(4):57-63.
[30] The Science of flavonoids. Grotewold E. (Ed.). New York: Springer Science. 2006; 273 p.
[31] Comlekcioglu N, Karaman S, Ilcim A. Oil composition and some morphological characters of Crambe orientalis var. orientalis and Crambe tataria var. tataria from Turkey. Nat Prod Res. 2008;22(6):525-32.
[32] Sakhno LA. Transgene cruciferous plants as producents of long chain unsaturated fatty acids. Biotechnology. 2010;3(2):9–18.
[33] Sakhno L, Ostapchuk A, Klochko V, Kuchuk M. Fatty acid oil composition of Canola carrying cytochrome P450 SCC CYP11A1 transgene. Biotechnology. 2012;5(5):27–33.
[34] Lakhneko O, Pushkarova N, Stepanenko A, Kuchuk M, Morgun B. Phylogenetic study of Crambe species with ISSR markers. “VESTNIK” of the South-Kazakhstan state pharmaceutical academy Republican Scientific Journal. 2016;4(77):7–10.
[35] Twardovska M, Strashniuk N, Mel’nyk V, Konvalyuk I, Kunakh V. RAPD-analysis of the genome polymorphism for some Gentiana L. species from the Ukrainian flora. Dopv Nat Acad Sci Ukraine. 2009;5:200–4.
[36] Gaudeul M, Taberlet P, Till-Bottraud I. Genetic diversity in an endangered alpine plant, Eryngium alpinum L. (Apiaceae), inferred from amplified fragment length polymorphism markers. Mol Ecol. 2000;9(10):1625-37.