Biopolym. Cell. 2018; 34(6):477-486.
Методи
- Інститут молекулярної біології і генетики НАН України
Вул. Академіка Заболотного, 150, Київ, Україна, 03143 - Навчально-науковий центр «Інститут біології та медицини»
Київського національного університету імені Тараса Шевченка
вул. Володимирська, 64/13, Київ, Україна, 01601
Abstract
Міграційна здатність є важливою ознакою пухлинних клітин. Існує кілька підходів до аналізу динаміки міграції ракових клітин in vitro. Однією з найбільш перспективних і близьких до умов in vivo є модель ініціювання міграції клітин з тривимірного багатоклітинного сфероїда на ростову поверхню. Мета. Оптимізація моделі для адекватної кількісної оцінки міграції пухлинних клітин. Методи. 2- та 3-вимірна культура клітин лінії MCF-7, імунофлюоресцентний аналіз, аналіз зображень з використанням комп'ютерної програми Фіджі. Результати. Уніфікація розміру сфероїдів дозволила уникнути значного розкиду даних. Отримані сфероїди повністю розпластувались протягом 3 днів. Найвищий показник міграції спостерігався на 2-гу добу розпластування сфероїда. Рівень проліферації клітин за кожну добу 3-денного експерименту був майже однаковим і не перевищував 3%. Валідність моделі була протестована після пригнічення міграційної активності клітин під впливом рапаміцину (інгібітор сигналізації mTOR). Крім того, запропонована модель була успішно застосована для дослідження субклітинної локалізації p85S6K1 в мігруючих клітинах лінії MCF-7 за допомогою імунофлюоресцентного аналізу. Висновки. Подвійне фільтрування багатоклітинних сфероїдів дозволяє уніфікувати їх розміри, що в подальшому сприяє адекватній оцінці міграційного потенціалу клітин. Запропонована модель дозволяє вивчати динаміку міграційних процесів пухлинних клітин і може бути використана для тестування протипухлинних препаратів in vitro.
Keywords: Міграція ракових клітин, 2- та тривимірна культура клітин, p85S6K1, сфероїди
Повний текст: (PDF, англійською)
References
[1]
Justus CR, Leffler N, Ruiz-Echevarria M, Yang LV. In vitro cell migration and invasion assays. J Vis Exp. 2014;(88).
[2]
Aasen TB, Schreiner A. In vitro locomotion of blood monocytes in millipore filters--evaluation of the leading front method. Acta Pathol Microbiol Immunol Scand C. 1986;94(1):45-9.
[3]
Aase K, Ernkvist M, Ebarasi L, Jakobsson L, Majumdar A, Yi C, Birot O, Ming Y, Kvanta A, Edholm D, Aspenström P, Kissil J, Claesson-Welsh L, Shimono A, Holmgren L. Angiomotin regulates endothelial cell migration during embryonic angiogenesis. Genes Dev. 2007;21(16):2055-68.
[4]
Aarum J, Sandberg K, Haeberlein SL, Persson MA. Migration and differentiation of neural precursor cells can be directed by microglia. Proc Natl Acad Sci U S A. 2003;100(26):15983-8.
[5]
A Soliman N, Abd-Allah SH, Hussein S, Alaa Eldeen M. Factors enhancing the migration and the homing of mesenchymal stem cells in experimentally induced cardiotoxicity in rats. IUBMB Life. 2017;69(3):162-169.
[6]
Aaberg-Jessen C, Nørregaard A, Christensen K, Pedersen CB, Andersen C, Kristensen BW. Invasion of primary glioma- and cell line-derived spheroids implanted into corticostriatal slice cultures. Int J Clin Exp Pathol. 2013;6(4):546-60. PubMed Central PMCID: PMC3606845.
[7]
Khoruzhenko AI. 2D- and 3D-culture of cell. Biopolym Cell. 2011;27(1):17–24.
[8]
Tavares MR, Pavan IC, Amaral CL, Meneguello L, Luchessi AD, Simabuco FM. The S6K protein family in health and disease. Life Sci. 2015;131:1-10.
[9]
Rosner M, Hengstschläger M. Nucleocytoplasmic localization of p70 S6K1, but not of its isoforms p85 and p31, is regulated by TSC2/mTOR. Oncogene. 2011;30(44):4509-22.
[10]
Filonenko VV. PI3K/mTOR/S6K signaling pathway – new players and new functional links. Biopolym Cell. 2013; 29(3):207-14.
[11]
Kurgan N, Tsakiridis E, Kouvelioti R, Moore J, Klentrou P, Tsiani E. Inhibition of Human Lung Cancer Cell Proliferation and Survival by Post-Exercise Serum Is Associated with the Inhibition of Akt, mTOR, p70 S6K, and Erk1/2. Cancers (Basel). 2017;9(5). pii: E46.
[12]
Magnuson B, Ekim B, Fingar DC. Regulation and function of ribosomal protein S6 kinase (S6K) within mTOR signalling networks. Biochem J. 2012;441(1):1-21.
[13]
Filonenko VV, Tytarenko R, Azatjan SK, Savinska LO, Gaydar YA, Gout IT, Usenko VS, Lyzogubov VV. Immunohistochemical analysis of S6K1 and S6K2 localization in human breast tumors. Exp Oncol. 2004;26(4):294-9.
[14]
Riedl A, Schlederer M, Pudelko K, Stadler M, Walter S, Unterleuthner D, Unger C, Kramer N, Hengstschläger M, Kenner L, Pfeiffer D, Krupitza G, Dolznig H. Comparison of cancer cells in 2D vs 3D culture reveals differences in AKT-mTOR-S6K signaling and drug responses. J Cell Sci. 2017;130(1):203-218.
[15]
Gotsulyak NYa, Kosach VR, Cherednyk OV, Tykhonkova IO, Khoruzhenko AI. Optimization of cell motility evaluation in scratch assay. Biopolym Cell. 2014;30(3):223–8.
[16]
Kosach V, Shkarina K, Kravchenko A, Tereshchenko Y, Kovalchuk E, Skoroda L, Krotevych M, Khoruzhenko A. Nucleocytoplasmic distribution of S6K1 depends on the density and motility of MCF-7 cells in vitro. F1000Research. 2018;7:1332.
[17]
Soule HD, Vazguez J, Long A, Albert S, Brennan M. A human cell line from a pleural effusion derived from a breast carcinoma. J Natl Cancer Inst. 1973;51(5):1409-16.
[18]
Savinska LO, Klipa OM, Khoruzenko AI, Shkarina KA, Garifulin OM, Filonenko VV. Generation and characterization of polyclonal antibodies specific to N-terminal extension of p85 isoform of ribosomal protein S6 kinase 1 (p85 S6K1) Biopolym Cell. 2015;31(4):294–300.
[19]
Schindelin J, Arganda-Carreras I, Frise E, Kaynig V, Longair M, Pietzsch T, Preibisch S, Rueden C, Saalfeld S, Schmid B, Tinevez JY, White DJ, Hartenstein V, Eliceiri K, Tomancak P, Cardona A. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat Methods. 2012;9(7):676-82.
[20]
Liu L, Li F, Cardelli JA, Martin KA, Blenis J, Huang S. Rapamycin inhibits cell motility by suppression of mTOR-mediated S6K1 and 4E-BP1 pathways. Oncogene. 2006;25(53):7029-40.
