Biopolym. Cell. 2016; 32(5):327-333.
http://dx.doi.org/10.7124/bc.00092E
Огляди
Хроматин асоційований з ламінами в контексті просторової структури генома ссавців
1, 2Ульянов С. В., 3Шевельов Ю. Я., 1, 2Разін С. В.
  1. Інститут біології гена РАН
    вул. Вавілова 34/5, Москва, Російська Федерація, 119334
  2. Біологічний факультет, Московський державний університет імені М. В. Ломоносова
    Ленінські гори, Російська Федерація, 119991
  3. Інститут молекулярної генетики РАН
    2, Курчатова пл., Москва, Російська Федерація, 123182

Abstract

Інтерфазна хроматин еукаріот характеризується ієрархічної просторовою структурою. Хромосоми ссавців розділені на топологічно асоційовані домени (тади), взаємодії яких один з одним визначають наявність хроматінових компартментов двох типів, один з яких (А-компартмент) містить активні ділянки геному, а другий - репресовані райони і генні пустелі (В-компартмент). Внутрішня структура ТАДов представлена ​​головним чином хроматиновими петлями між ділянками зв'язування білка CTCF і когезіна. Специфічна побутовій та іншій великомасштабна просторова організація хроматину грає важливу роль в регуляції роботи генома. Частина дистанційних взаємодій в хроматині визначається залученням різних районів геному до внутрішніх структур ядра. Ядерна ламина бере участь у встановленні та підтримці просторової структури хроматину. Взаємодії хроматину з ядерної Ламін є значною мірою динамічними, що обумовлює можливість перебудови тривимірної архітектури хроматину в ряді клітинних поколінь і в процесі диференціювання. У даній оглядовій статті ми сфокусували увагу на ряді недавно отриманих експериментальних даних, що стосуються природи і динаміки взаємодій хроматину з ядерної Ламін.
Keywords: ядерна ламина, структури хроматину, ТАД, петлі, CTCF
Повний текст: (PDF, англійською)

References

[1] Dekker J, Mirny L. The 3D Genome as Moderator of Chromosomal Communication. Cell. 2016;164(6):1110-21.
[2] Ulianov SV, Gavrilov AA, Razin SV. Nuclear compartments, genome folding, and enhancer-promoter communication. Int Rev Cell Mol Biol. 2015;315:183-244.
[3] Dekker J, Heard E. Structural and functional diversity of Topologically Associating Domains. FEBS Lett. 2015;589(20 Pt A):2877-84.
[4] Guelen L, Pagie L, Brasset E, Meuleman W, Faza MB, Talhout W, Eussen BH, de Klein A, Wessels L, de Laat W, van Steensel B. Domain organization of human chromosomes revealed by mapping of nuclear lamina interactions. Nature. 2008;453(7197):948-51.
[5] Peric-Hupkes D, Meuleman W, Pagie L, Bruggeman SW, Solovei I, Brugman W, Gräf S, Flicek P, Kerkhoven RM, van Lohuizen M, Reinders M, Wessels L, van Steensel B. Molecular maps of the reorganization of genome-nuclear lamina interactions during differentiation. Mol Cell. 2010;38(4):603-13.
[6] Towbin BD, Meister P, Gasser SM. The nuclear envelope--a scaffold for silencing? Curr Opin Genet Dev. 2009;19(2):180-6.
[7] Denker A, de Laat W. The second decade of 3C technologies: detailed insights into nuclear organization. Genes Dev. 2016;30(12):1357-82.
[8] Gavrilov AA, Shevelyov YY, Ulianov SV, Khrameeva EE, Kos P, Chertovich A, Razin SV. Unraveling the mechanisms of chromatin fibril packaging. Nucleus. 2016;7(3):319-24.
[9] Lieberman-Aiden E, van Berkum NL, Williams L, Imakaev M, Ragoczy T, Telling A, Amit I, Lajoie BR, Sabo PJ, Dorschner MO, Sandstrom R, Bernstein B, Bender MA, Groudine M, Gnirke A, Stamatoyannopoulos J, Mirny LA, Lander ES, Dekker J. Comprehensive mapping of long-range interactions reveals folding principles of the human genome. Science. 2009;326(5950):289-93.
[10] Cremer T, Cremer M. Chromosome territories. Cold Spring Harb Perspect Biol. 2010;2(3):a003889.
[11] Dixon JR, Jung I, Selvaraj S, Shen Y, Antosiewicz-Bourget JE, Lee AY, Ye Z, Kim A, Rajagopal N, Xie W, Diao Y, Liang J, Zhao H, Lobanenkov VV, Ecker JR, Thomson JA, Ren B. Chromatin architecture reorganization during stem cell differentiation. Nature. 2015;518(7539):331-6.
[12] Chandra T, Ewels PA, Schoenfelder S, Furlan-Magaril M, Wingett SW, Kirschner K, Thuret JY, Andrews S, Fraser P, Reik W. Global reorganization of the nuclear landscape in senescent cells. Cell Rep. 2015;10(4):471-83.
[13] Criscione SW, De Cecco M, Siranosian B, Zhang Y, Kreiling JA, Sedivy JM, Neretti N. Reorganization of chromosome architecture in replicative cellular senescence. Sci Adv. 2016;2(2):e1500882.
[14] Dixon JR, Selvaraj S, Yue F, Kim A, Li Y, Shen Y, Hu M, Liu JS, Ren B. Topological domains in mammalian genomes identified by analysis of chromatin interactions. Nature. 2012;485(7398):376-80.
[15] Nora EP, Lajoie BR, Schulz EG, Giorgetti L, Okamoto I, Servant N, Piolot T, van Berkum NL, Meisig J, Sedat J, Gribnau J, Barillot E, Blüthgen N, Dekker J, Heard E. Spatial partitioning of the regulatory landscape of the X-inactivation centre. Nature. 2012;485(7398):381-5.
[16] Sexton T, Yaffe E, Kenigsberg E, Bantignies F, Leblanc B, Hoichman M, Parrinello H, Tanay A, Cavalli G. Three-dimensional folding and functional organization principles of the Drosophila genome. Cell. 2012;148(3):458-72.
[17] Hou C, Corces VG. Throwing transcription for a loop: expression of the genome in the 3D nucleus. Chromosoma. 2012;121(2):107-16. Review.
[18] Ulianov SV, Khrameeva EE, Gavrilov AA, Flyamer IM, Kos P, Mikhaleva EA, Penin AA, Logacheva MD, Imakaev MV, Chertovich A, Gelfand MS, Shevelyov YY, Razin SV. Active chromatin and transcription play a key role in chromosome partitioning into topologically associating domains. Genome Res. 2016;26(1):70-84.
[19] Jin F, Li Y, Dixon JR, Selvaraj S, Ye Z, Lee AY, Yen CA, Schmitt AD, Espinoza CA, Ren B. A high-resolution map of the three-dimensional chromatin interactome in human cells. Nature. 2013;503(7475):290-4.
[20] Symmons O, Uslu VV, Tsujimura T, Ruf S, Nassari S, Schwarzer W, Ettwiller L, Spitz F. Functional and topological characteristics of mammalian regulatory domains. Genome Res. 2014;24(3):390-400.
[21] Lupiáñez DG, Spielmann M, Mundlos S. Breaking TADs: How Alterations of Chromatin Domains Result in Disease. Trends Genet. 2016;32(4):225-37.
[22] Rao SS, Huntley MH, Durand NC, Stamenova EK, Bochkov ID, Robinson JT, Sanborn AL, Machol I, Omer AD, Lander ES, Aiden EL. A 3D map of the human genome at kilobase resolution reveals principles of chromatin looping. Cell. 2014;159(7):1665-80.
[23] Mumbach MR, Rubin AJ, Flynn RA, Dai C, Khavari PA, Greenleaf WJ, Chang HY. HiChIP: efficient and sensitive analysis of protein-directed genome architecture. Nat Methods. 2016;13(11):919-922.
[24] Sanborn AL, Rao SS, Huang SC, Durand NC, Huntley MH, Jewett AI, Bochkov ID, Chinnappan D, Cutkosky A, Li J, Geeting KP, Gnirke A, Melnikov A, McKenna D, Stamenova EK, Lander ES, Aiden EL. Chromatin extrusion explains key features of loop and domain formation in wild-type and engineered genomes. Proc Natl Acad Sci U S A. 2015;112(47):E6456-65.
[25] Goloborodko A, Marko JF, Mirny LA. Chromosome Compaction by Active Loop Extrusion. Biophys J. 2016;110(10):2162-8.
[26] Fudenberg G, Imakaev M, Lu C, Goloborodko A, Abdennur N, Mirny LA. Formation of Chromosomal Domains by Loop Extrusion. Cell Rep. 2016;15(9):2038-49.
[27] Razin SV, Gavrilov AA, Vassetzky YS, Ulianov SV. Topologically-associating domains: gene warehouses adapted to serve transcriptional regulation. Transcription. 2016;7(3):84-90.
[28] Pueschel R, Coraggio F, Meister P. From single genes to entire genomes: the search for a function of nuclear organization. Development. 2016;143(6):910-23.
[29] Zullo JM, Demarco IA, Piqué-Regi R, Gaffney DJ, Epstein CB, Spooner CJ, Luperchio TR, Bernstein BE, Pritchard JK, Reddy KL, Singh H. DNA sequence-dependent compartmentalization and silencing of chromatin at the nuclear lamina. Cell. 2012;149(7):1474-87.
[30] Bian Q, Khanna N, Alvikas J, Belmont AS. β-Globin cis-elements determine differential nuclear targeting through epigenetic modifications. J Cell Biol. 2013;203(5):767-83.
[31] Harr JC, Luperchio TR, Wong X, Cohen E, Wheelan SJ, Reddy KL. Directed targeting of chromatin to the nuclear lamina is mediated by chromatin state and A-type lamins. J Cell Biol. 2015;208(1):33-52.
[32] Harr JC, Gonzalez-Sandoval A, Gasser SM. Histones and histone modifications in perinuclear chromatin anchoring: from yeast to man. EMBO Rep. 2016;17(2):139-55.
[33] McCord RP, Nazario-Toole A, Zhang H, Chines PS, Zhan Y, Erdos MR, Collins FS, Dekker J, Cao K. Correlated alterations in genome organization, histone methylation, and DNA-lamin A/C interactions in Hutchinson-Gilford progeria syndrome. Genome Res. 2013;23(2):260-9.
[34] Malhas A, Lee CF, Sanders R, Saunders NJ, Vaux DJ. Defects in lamin B1 expression or processing affect interphase chromosome position and gene expression. J Cell Biol. 2007;176(5):593-603.
[35] Camps J, Wangsa D, Falke M, Brown M, Case CM, Erdos MR, Ried T. Loss of lamin B1 results in prolongation of S phase and decondensation of chromosome territories. FASEB J. 2014;28(8):3423-34.
[36] Amendola M, van Steensel B. Nuclear lamins are not required for lamina-associated domain organization in mouse embryonic stem cells. EMBO Rep. 2015;16(5):610-7.
[37] Makatsori D, Kourmouli N, Polioudaki H, Shultz LD, McLean K, Theodoropoulos PA, Singh PB, Georgatos SD. The inner nuclear membrane protein lamin B receptor forms distinct microdomains and links epigenetically marked chromatin to the nuclear envelope. J Biol Chem. 2004;279(24):25567-73.
[38] Ye Q, Callebaut I, Pezhman A, Courvalin JC, Worman HJ. Domain-specific interactions of human HP1-type chromodomain proteins and inner nuclear membrane protein LBR. J Biol Chem. 1997;272(23):14983-9.
[39] Berk JM, Tifft KE, Wilson KL. The nuclear envelope LEM-domain protein emerin. Nucleus. 2013;4(4):298-314.
[40] Kind J, Pagie L, Ortabozkoyun H, Boyle S, de Vries SS, Janssen H, Amendola M, Nolen LD, Bickmore WA, van Steensel B. Single-cell dynamics of genome-nuclear lamina interactions. Cell. 2013;153(1):178-92.
[41] Kind J, Pagie L, de Vries SS, Nahidiazar L, Dey SS, Bienko M, Zhan Y, Lajoie B, de Graaf CA, Amendola M, Fudenberg G, Imakaev M, Mirny LA, Jalink K, Dekker J, van Oudenaarden A, van Steensel B. Genome-wide maps of nuclear lamina interactions in single human cells. Cell. 2015;163(1):134-47.