Biopolym. Cell. 2014; 30(1):29-36.
Структура та функції біополімерів
Філогенетичний аналіз структурних елементів в області полі(А) ВІЛ-1. 2. Домен USE і шпилька TAR
- Інститут молекулярної біології і генетики НАН України
Вул. Академіка Заболотного, 150, Київ, Україна, 03680
Abstract
Мета. Провести філогенетичний аналіз структурних елементів області полі(А) у про-мРНК ВІЛ-1, зокрема, основного «верхнього» елемента (USE), який стимулює поліаденілювання транскрипту ВІЛ-1, і шпильки TAR, що просторово зближує сигнали AAUAAA і USE. Методи. Передбачення вторинної структури цих елементів здійснювали за допомогою програми UNAfold. Результати. Структуру домену USE і шпильки TAR проаналізовано для 1679 геномів ВІЛ-1 групи M та 17 геномів вірусу мавп SIVcpzPtt. У геномі ВІЛ-1 ми виявили 376 і 588 різних послідовностей для домену USE і шпильки TAR відповідно, а також найчастіші мутації і мутації, специфічні для певного субтипу або країни. Лише 43 % усіх досліджених геномів ВІЛ-1 містять варіанти домену USE, які зустрічаються з частотою 5 % (основні варіанти), і 35 % геномів включають основні варіанти TAR. Встановлено також, що домен USE і шпилька TAR з геному SIVcpzPtt дуже схожі на відповідні елементи з геному ВІЛ-1 A/G-вмісних субтипів. Висновки. Результати наших широкомасштабних досліджень підтримують гіпотезу щодо взаємодії між tRNA3Lys та 3'-кінцем геномної РНК ВІЛ-1, а також спірну гіпотезу димеризації шпильки TAR через взаємодію паліндромів. Оскільки шпилька TAR є об’єктом антивірусної терапії, спрямованої на пригнічення сигнальних елементів, дані стосовно специфічних особливостей цієї шпильки можуть бути корисними для створення нових лікарських препаратів.
Keywords: ВІЛ-1, SIVcpzPtt, область полі(А), вторинна структура, USE, TAR
Повний текст: (PDF, англійською)
Supplementary data
References
[1]
Chan S, Choi EA, Shi Y. Pre-mRNA 3'-end processing complex assembly and function. Wiley Interdiscip. Rev RNA. 2011; 2(3): 321–35.
[2]
Ashe MP, Furger A, Proudfoot NJ. Stem-loop 1 of the U1 snRNP plays a critical role in the suppression of HIV-1 polyadenylation. RNA. 2000; 6(2):170–7.
[3]
DeZazzo JD, Kilpatrick JE, Imperiale MJ. Involvement of long terminal repeat U3 sequences overlapping the transcription control region in human immunodeficiency virus type 1 mRNA 3' end formation. Mol Cell Biol. 1991; 11(3):1624–30.
[4]
Valsamakis A, Zeichner S, Carswell S, Alwine JC. The human immunodeficiency virus type 1 polyadenylylation signal: a 3' long terminal repeat element upstream of the AAUAAA necessary for efficient polyadenylylation. Proc Natl Acad Sci USA. 1991; 88(6):2108–12.
[5]
Klasens BI, Thiesen M, Virtanen A, Berkhout B. The ability of the HIV-1 AAUAAA signal to bind polyadenylation factors is controlled by local RNA structure. Nucleic Acids Res. 1999; 27(2): 446–54.
[6]
Gilmartin GM, Fleming ES, Oetjen J, Graveley BR. CPSF recognition of an HIV-1 mRNA 3'-processing enhancer: multiple sequence contacts involved in poly(A) site definition. Genes Dev. 1995; 9(1):72–83.
[7]
Kaufmann I, Martin G, Friedlein A, Langen H, Keller W. Human Fip1 is a subunit of CPSF that binds to U-rich RNA elements and stimulates poly(A) polymerase. EMBO J. 2004; 23(3):616–26.
[8]
Gilmartin GM, Fleming ES, Oetjen J. Activation of HIV-1 premRNA 3' processing in vitro requires both an upstream element and TAR. EMBO J. 1992; 11(12):4419–28.
[9]
Ott M, Geyer M, Zhou Q. The control of HIV transcription: keeping RNA polymerase II on track. Cell Host Microbe. 2011; 10 (5):426–35.
[10]
Zarudnaya MI, Potyahaylo AL, Kolomiets IM, Hovorun DM. Structural model of the complete poly(A) region of HIV-1 premRNA. J Biomol Struct Dyn. 2013; 31(10):1044–56.
[11]
Piekna-Przybylska D, Dykes C, Demeter LM, Bambara RA. Sequences in the U3 region of human immunodeficiency virus 1 improve efficiency of minus strand transfer in infected cells. Virology. 2011; 410(2):368–74.
[12]
Paillart JC, Skripkin E, Ehresmann B, Ehresmann C, Marquet R. In vitro evidence for a long range pseudoknot in the 5'-untranslated and matrix coding regions of HIV-1 genomic RNA. J Biol Chem. 2002; 277(8):5995–6004.
[13]
Abbink TE, Berkhout B. A novel long distance base-pairing interaction in human immunodeficiency virus type 1 RNA occludes the Gag start codon. J Biol Chem. 2003; 278(13):11601–11.
[14]
Ooms M, Cupac D, Abbink TE, Huthoff H, Berkhout B. The availability of the primer activation signal (PAS) affects the efficiency of HIV-1 reverse transcription initiation. Nucleic Acids Res. 2007; 35(5):1649–59.
[15]
Decorsiere A, Cayrel A, Vagner S, Millevoi S. Essential role for the interaction between hnRNP H/F and a G quadruplex in maintaining p53 pre-mRNA 3'-end processing and function during DNA damage. Genes Dev. 2011; 25(3):220–5.
[16]
Zarudnaya MI, Potyahaylo AL, Kolomiets IM, Hovorun DM. Phylogenetic study on structural elements of HIV-1 poly(A) region. 1. PolyA and DSE hairpins. Biopolym Cell. 2013; 29(6): 454–62.
[17]
Markham NR, Zuker M. UNAFold: software for nucleic acid folding and hybridization. Methods Mol Biol. 2008; 453:3–31.
[18]
Watts JM, Dang KK, Gorelick RJ, Leonard CW, Bess JW, Swanstrom R, Burch CL, Weeks KM. Architecture and secondary structure of an entire HIV-1 RNA genome. Nature. 2009; 460(7256): 711–6.
[19]
Ramirez de Arellano E, Soriano V, Alcamil J, Holguin A. New findings on transcription regulation across different HIV-1 subtypes. AIDS Rev. 2006; 8(1):9–16.
[20]
Vrolijk MM, Harwig A, Berkhout B, Das AT. Destabilization of the TAR hairpin leads to extension of the polyA hairpin and inhibition of HIV-1 polyadenylation. Retrovirology. 2009; 6:13.
[21]
Das AT, Vrolijk MM, Harwig A, Berkhout B. Opening of the TAR hairpin in the HIV-1 genome causes aberrant RNA dimerization and packaging. Retrovirology. 2012; 9:59.
[22]
Schopman NC, Willemsen M, Liu YP, Bradley T, van Kampen A, Baas F, Berkhout B, Haasnoot J. Deep sequencing of virus-infected cells reveals HIV-encoded small RNAs. Nucleic Acids Res. 2012; 40(1):414–27.
[23]
Jalalirad M, Saadatmand J, Laughrea M. Dominant role of the 5' TAR bulge in dimerization of HIV-1 genomic RNA, but no evidence of TAR-TAR kissing during in vivo virus assembly. Biochemistry. 2012; 51(18):3744–58.
[24]
Andersen ES, Contera SA, Knudsen B, Damgaard CK, Besenbacher F, Kjems J. Role of the trans-activation response element in dimerization of HIV-1 RNA. J Biol Chem. 2004; 279(21): 22243–9.
[25]
Pallesen J. Structure of the HIV-1 5' untranslated region dimer alone and in complex with gold nanocolloids: support of a TARTAR-containing 5' dimer linkage site (DLS) and a 3' DIS-DIScontaining DLS. Biochemistry. 2011; 50(28):6170–7.
[26]
Freisz S, Mezher J, Hafirassou L, Wolff P, Nomine Y, Romier C, Dumas P, Ennifar E. Sequence and structure requirements for specific recognition of HIV-1 TAR and DIS RNA by the HIV-1 Vif protein. RNA Biol. 2012; 9(7):966–77.
[27]
Berkhout B. Structural features in TAR RNA of human and simian immunodeficiency viruses: a phylogenetic analysis. Nucleic Acids Res. 1992; 20(1):27–31.
[28]
Stelzer AC, Frank AT, Kratz JD, Swanson MD, Gonzalez-Hernandez MJ, Lee J, Andricioaei I, Markovitz DM, AlHashimi HM. Discovery of selective bioactive small molecules by targeting an RNA dynamic ensemble. Nat Chem Biol. 2011; 7(8):553–9.
