Biopolym. Cell. 2012; 28(4):292-297.
http://dx.doi.org/10.7124/bc.000062
Структура та функції біополімерів
Вплив хлорокіну на кінетику електрофорезу ізольованих клітин
1Зажицька М. О., 1Афанасьєва К. С., 1Чопей М. І., 1Вихрєва М. А., 1Сиволоб А. В.
  1. Навчально-науковий центр «Інститут біології»
    Київського національного університету імені Тараса Шевченка
    вул. Володимирська, 64/13, Київ, Україна, 01601

Abstract

При електрофорезі ізольованих клітин (кометному електрофорезі) ДНК виходить з лізованих клітин (нуклеоїдів) у напрямку до аноду, утворюючи трек, що нагадує хвіст комети. Мета роботи полягала у вивченні впливу топологічних змін у ДНК на цей процес. Методи. Використано запропонований нами раніше кінетичний підхід для вимірювання відносного вмісту ДНК у хвостах комет залежно від часу за присутності різних концентрацій хлорокіну – одного з відомих інтеркаляторів. Результати. Показано, що за певних низьких концентрацій інтеркаляція хлорокіну суттєво прискорює формування хвостів комет. З іншого боку, невелика кількість ДНК нуклеоїдів (близько 8 %) виходить дуже швидко незалежно від хлорокіну, тоді як більша частина (приблизно три чверті) – не виходить взагалі. За високих концентрацій інтеркалятора зростає ця нездатна до виходу частина ДНК. Висновки. Одержані результати вказують на те, що петельні домени, які містять від однієї до кількох сотень пар основ, представляють лише малу частину (близько чверті) усієї ДНК нуклеоїда. Інтеркаляція спричиняє від’єднання цих петель від ядерного матриксу.
Keywords: кометний електрофорез, хлорокін, інтеркаляція, петлі ДНК, надспіралізація
Повний текст: (PDF, англійською)

References

[1] Olive P. L. The comet assay. An overview of techniques Methods Mol. Biol 2002 203:179–194.
[2] Collins A. R. The comet assay for DNA damage and repair: principles, applications, and limitations Mol. Biotechnol 2004 26, N 3:249–261.
[3] Dusinska M., Collins A. R. The comet assay in human biomonitoring: gene – environment interactions Mutagenesis 2008 23, N 3:191–205.
[4] Collins A. R., Oscoz A. A., Brunborg G., Gaivao I., Giovannelli L., Kruszewski M., Smith C. C., Stetina R. The comet assay: topical issues Mutagenesis 2008 23, N 3:143–151.
[5] Cook P. R., Brazell I. A., Jost E. Characterization of nuclear structures containing superhelical DNA J. Cell Sci 1976 22, N 2:303–324.
[6] Shaposhnikov S. A., Salenko V. B., Brunborg G., Nygren J., Collins A. R. Single-cell gel electrophoresis (the comet assay): loops or fragments? Electrophoresis 2008 29, N 14:3005– 3012.
[7] Afanasieva K. S., Shuvalova T. A., Zazhytska M. O., Sivolob A. V. Reversibility of DNA loops exit during single cell gel electrophoresis Biopolym. Cell 2008 24, N 2:105–111.
[8] Afanasieva K., Zazhytska M., Sivolob A. Kinetics of comet formation in single-cell gel electrophoresis: loops and fragments Electrophoresis 2010 31, N 3:512–519.
[9] Olive P. L., Banath J. P. The comet assay: a method to measure DNA damage in individual cells Nat. Protoc 2006 1, N 1:23–29.
[10] Cohen S. N., Yielding K. L. Spectrophotometric studies of the interaction of chloroquine with deoxyribonucleic acid J. Biol. Chem 1965 240, N 7:3123–3131.
[11] McGhee JD, von Hippel PH. Theoretical aspects of DNA-protein interactions: co-operative and non-co-operative binding of large ligands to a one-dimensional homogeneous lattice. J Mol Biol. 1974;86(2):469-89.
[12] Sivolob A., De Lucia F., Revet B., Prunell A. Nucleosome dynamics II. High flexibility of nucleosome entering and exiting DNAs to positive crossing. An ethidium bromide fluorescence study of mononucleosomes on DNA minicircles J. Mol. Biol 1999 285, N 3:1081–1099.
[13] Bauer W., Vinograd J. Interaction of closed circular DNA with intercalative dyes II. The free energy of superhelix formation in SV40 DNA J. Mol. Biol 1970 47, N 3:419–435.
[14] Jones R. L., Lanier A. C., Keel R. A., Wilson W. D. The effect of ionic strength on DNA-ligand unwinding angles for acridine and quinoline derivatives Nucleic Acids Res 1980 8, N 7:1613–1624.
[15] Reese H. R. Effects of DNA charge and length on the electrophoretic mobility of intercalated DNA Biopolymers 1994 34, N 10:1349–1358.
[16] Sigmon J., Larcom L. L. The effect of ethidium bromide on mobility of DNA fragments in agarose gel electrophoresis Electrophoresis 1996 17, N 10:1524–1527.
[17] Hilger I., Rapp A., Greulich K. O., Kaiser W. A. Assessment of DNA damage in target tumor cells after thermoablation in mice Radiobiology 2005 237, N 2:500–506.
[18] Sullivan R., Graham C. H. Hypoxia prevents etoposide-induced DNA damage in cancer cells through a mechanism involving hypoxia-inducible factor 1 Mol. Cancer Ther 2009 8, N 6:1702–1713.
[19] Barker G. F., Manzo N. D., Cotich K. L., Shone R. K., Waxman A. B. DNA damage induced by hyperoxia: quantitation and correlation with lung injury Am. J. Respir. Cell Mol. Biol 2006 35, N 3:277–288.
[20] Afanas'eva K. S., Zazhytskaia M. O., Sivolob A. V. Mechanisms of DNA exit during neutral and alkaline comet assay Tsitol. Genet 2009 43, N 6:3–7.