Biopolym. Cell. 2012; 28(3):218-222.
http://dx.doi.org/10.7124/bc.000051
Структура та функції біополімерів
Активність ДНК-полімераз β і λ при синтезі ДНК-субстратів, які містять 5-формілуридин
1Белоусова Є. А., 1Лаврик О. І.
  1. Інститут хімичної біології і фундаментальної медицини СО РАН
    пр. ак. Лаврентьєва, 8, Новосибірськ, Російська Федерація, 630090

Abstract

Мета. Дослідити активність TLS ДНК-полімераз β і λ людини на ДНК-дуплексах, які містять 5-формілуридин (5-foU) та імітують інтермедіати реплікації лідируючого ланцюга геномної ДНК, а також вплив на неї реплікативних факторів hRPA и hPCNA. Методи. «Затримка в гелі» (EMSA), ферментативна кінетика. Результати. Вивчено здатність ДНК-полімераз β і λ активувати синтез ДНК через 5-foU. Визначено кінетичні характеристики цього процесу за відсутності та в присутності білкових факторів hRPA і hPCNA. Висновки. Показано, що 1) обидва ферменти можуть вести TLS на використаних ДНК-субстратах незалежно від умов реакції, однак ДНК-полімераза λ виявилася точнішим ферментом; 2) hRPA стимулює ефективність немутагенного TLS, каталізованого ДНК-полімеразою λ, безпосередньо при вбудовуванні нуклеотиду навпроти 5-foU і не діє на ефективність цього процесу у тому разі, коли пошкодження зсунуте в дуплексну частину ДНК; 3) hPCNA не впливає на ефективність TLS, каталізованого обома ферментами
Keywords: синтез ДНК через пошкодження, ДНК-полімерази β і λ, 5-формілуридин
Повний текст: (PDF, англійською)

References

[1] Bjelland S., Anensen H., Knaevelsrud I., Seeberg E. Cellular effects of 5-formyluracil in DNA Mutat. Res 2001 486, N 2:147–154.
[2] Ohmori H., Friedberg E. C., Fuchs R. P., Goodman M. F., Hanaoka F., Hinkle D., Kunkel T. A., Lawrence C. W., Livneh Z., Nohmi T., Prakash L., Prakash S., Todo T., Walker G. C., Wang Z., Woodgate R. The Y-family of DNA polymerases Mol. Cell 2001 8, N 1:7–8.
[3] Belousova E. A., Lavrik O. I. DNA polymerases beta and lambda, and their roles in the DNA replication and repair Mol. Biol. (Moscow) 2010 44, N 6:947–965.
[4] Maga G., Villani G., Crespan E., Wimmer U., Ferrari E., Bertocci B., Hubscher U. 8-oxo-guanine bypass by human DNA polymerases in the presence of auxiliary proteins Nature 2007 447, N 7144:606–608.
[5] Braithwaite E. K., Prasad R., Shock D. D., Hou E. W., Beard W. A., Wilson S. H. DNA polymerase lambda mediates a back-up base excision repair activity in extracts of mouse embryonic fibroblasts J. Biol. Chem 2005 280, N 18:18469–18475.
[6] Drachkova I. A., Petruseva I. O., Safronov I. V., Zakharenko A. L., Shishkin G. V., Lavrik O. I., Khodyreva S. N. Reagents for modification of protein-nucleic acids complexes. II. Site-specific photomodification of DNA-polymerase beta complexes with primers elongated by the dCTP exo-N-substituted arylazido derivatives Bioorg. Khim 2001 27, N 3:197–204.
[7] Mazin A. Label's introducing into DNA Methods of molecular genetics and gene engineering] / Ed. R. I. Salganik Novosibirsk: Science SBRAS, 1990:25–26.
[8] Belousova E. A., Maga G., Fan Y., Kubareva E. A., Romanova E. A., Lebedeva N. A., Oretskaya T. S., Lavrik O. I. DNA polymerases beta and lambda bypass thymine glycol in gapped DNA structures Biochemistry 2010 49, N 22:4695–4704.
[9] Kraev A. Sequencing gels Methods of molecular genetics and gene engineering / Ed. R. I. Salganik Novosibirsk: Science SBRAS, 1990:145–153.
[10] Shtygasheva A. A., Belousova E. A., Rechkunova N. I., Lebedeva N. A., Lavrik O. I. DNA polymerases beta and lambda as potential participants of TLS during genomic DNA replication on the lagging strand Biochemistry (Moscow) 2008 73, N 11 P. 1207–1213.
[11] Blanca G., Villani G., Shevelev I., Ramadan K., Spadari S., Hubscher U., Maga G. Human DNA polymerases lambda and beta show different efficiencies of translesion DNA synthesis past abasic sites and alternative mechanisms for frameshift generation Biochemistry 2004 43, N 36:11605–11615.
[12] Kunkel T. A., Alexander P. S. The base substitution fidelity of eukaryotic DNA polymerases. Mispairing frequencies, site preferences, insertion preferences, and base substitution by dislocation J. Biol. Chem 1986 261, N 1:160–166.
[13] Fanning E., Klimovich V., Nager A. R. A dynamic model for replication protein A (RPA) function in DNA processing pathways Nucleic Acids Res 2006 34, N 15:4126–4137.
[14] Maga G., Hubscher U. Proliferating cell nuclear antigen (PCNA): a dancer with many partners J. Cell Sci 2003 116, Pt 15 P. 3051–3060.
[15] Budzowska M., Kanaar R. Mechanisms of dealing with DNA damage-induced replication problems Cell Biochem. Biophys 2009 53, N 1:17–31.
[16] Kedar P. S., Kim S. J., Robertson A., Hou E., Prasad R., Horton J. K., Wilson S. H. Direct interaction between mammalian DNA polymerase beta and proliferating cell nuclear antigen J. Biol. Chem 2002 277, N 34:31115–31123.
[17] Shimazaki N., Yazaki T., Kubota T., Sato A., Nakamura A., Kurei S., Toji S., Tamai K., Koiwai O. DNA polymerase lambda directly binds to proliferating cell nuclear antigen through its confined C-terminal region Genes Cells 2005 10, N 7:705– 715.
[18] Maga G., Villani G., Ramadan K., Shevelev I., Tanguy Le Gac N., Blanco L., Blanca G., Spadari S., Hubscher U. Human DNA polymerase lambda functionally and physically interacts with proliferating cell nuclear antigen in normal and translesion DNA synthesis J. Biol. Chem 2002 277, N 50:48434–48440.
[19] Maga G., Shevelev I., Villani G., Spadari S., Hubscher U. Human replication protein A can suppress the intrinsic in vitro mutator phenotype of human DNA polymerase lambda Nucleic Acids Res 2006 34, N 5:1405–1415.
[20] Crespan E., Hubscher U., Maga G. Error-free bypass of 2-hydroxyadenine by human DNA polymerase lambda with Proliferating Cell Nuclear Antigen and Replication Protein A in different sequence contexts Nucleic Acids Res 2007 35, N 15 P. 5173–5181.
[21] Krasikova Y. S., Belousova E. A., Lebedeva N. A., Pestryakov P. E., Lavrik O. I. Interaction between DNA Polymerase lambda and RPA during translesion synthesis Biochemistry (Moscow) 2008 73, N 9:1042–1046.