Biopolym. Cell. 2012; 28(3):212-217.
http://dx.doi.org/10.7124/bc.000050
Структура та функції біополімерів
Синтез модельних ДНК та їхнє застосування як субстратів ексцизійної репарації нуклеотидів
1Євдокимов О. М., 1, 2Цидулко О. Ю., 1Петрусева І. О., 1, 2Корольова Л. С., 1Серпокрилова І. Ю., 1Сильников В. М., 1, 2Лаврик О. І.
  1. Інститут хімичної біології і фундаментальної медицини СО РАН
    пр. ак. Лаврентьєва, 8, Новосибірськ, Російська Федерація, 630090
  2. Новосибірський державний університет
    вул. Пирогова, 2, Новосибірськ, Російська Федерація, 630090

Abstract

Мета. Ексцизійна репарація нуклеотидів (NER) – це система репарації ДНК, відповідальна за видалення об’ємних пошкоджень зі складу ДНК. Такі пошкодження можуть виникати за впливу як опромінення ультрафіолетом, так і факторів довкілля. Вивчення системи NER є вкрай важливим для підвищення ефективності хіміотерапевтичних препаратів. Методи. Використано реакцію NER in vitro та фотоафінну модификацію. Результати. Синтезовано довгі лінійні ДНК, які імітують субстрати NER, що являють собою 137-мірні ДНК-дуплекси і містять у внутрішніх положеннях ланцюгів нуклеотиди із введеними за допомогою спейсерних фрагментів по 4N- і 5C-положеннях dC і dU фторхлоразидопіридильною і флуоресцеїновою групами (Fap-dC- і Flu-dU- ДНК), а такожДНК, яка вміщує (+)-цис-стереоізомер бензо[a]пі рен-N2- дезоксигуанозину. Досліджено взаємодію модифікованих ДНК-дуплексів з білками NER-компетентного екстракту клітин HeLa. Показано, що субстратні властивості модельних ДНК у реакції специфічної ексцизії змінюються в ряду Fap-dC-ДНК << Flu-dU-ДНК < BP-dG-ДНК. Висновки. Дослідженнями in vitro встановлено, що ДНК-аналоги є важливим інструментом для оцінки клітинної репарації. Розроблений підхід виявився універсальним для включення до складу ДНК пошкоджень, які упізнаються системою NER, а також досить перспективним для вивчення механізмів репарації.
Keywords: ексцизійна репарація нуклеотидів, модельні ДНК-субстрати
Повний текст: (PDF, англійською)

References

[1] Scharer O. D. Chemistry and biology of DNA repair Angew. Chem. Int. Ed. Engl 2003 42, N 26:2946–2974.
[2] Dip R., Camenisch U., Naegeli H. Mechanisms of DNA damage recognition and strand discrimination in human nucleotide excision repair DNA Repair (Amst) 2004 3, N 11:1409–1423.
[3] Gillet L. C., Scharer O. D. Molecular mechanisms of mammalian global genome nucleotide excision repair Chem. Rev 2006 106, N 2:253–276.
[4] Sugasawa K., Okamoto T., Shimizu Y., Masutani C., Iwai S., Hanaoka F. A multistep damage recognition mechanism for global genomic nucleotide excision repair Genes Dev 2001 15, N 5:507–521.
[5] Hey T., Lipps G., Sugasawa K., Iwai S., Hanaoka F., Krauss G. The XPC-HR23B complex displays high affinity and specificity for damaged DNA in a true-equilibrium fluorescence assay Biochemistry 2002 41, N 21:6583–6587.
[6] Tapias A., Auriol J., Forget D., Enzlin J. H., Scharer O. D., Coin F., Coulombe B., Egly J. M. Ordered conformational changes in damaged DNA induced by nucleotide excision repair factors J. Biol. Chem 2004 279, N 18:19074–19083.
[7] DellaVecchia M. J., Croteau D. L., Skorvaga M., Dezhurov S. V., Lavrik O. I., Van Houten B. Analyzing the handoff of DNA from UvrA to UvrB utilizing DNA-protein photoaffinity labeling J. Biol. Chem 2004 279, N 43:45245–45256.
[8] Trego K. S., Turchi J. J. Pre-steady-state binding of damaged DNA by XPC-hHR23B reveals a kinetic mechanism for damage discrimination Biochemistry 2006 45, N 6:1961–1969.
[9] Huang J. C., Sancar A. Determination of minimum substrate size for human excinuclease J. Biol. Chem 1994 269, N 29 P. 19034–19040.
[10] Reardon J. T., Sancar A. Purification and characterization of Escherichia coli and human nucleotide excision repair enzyme systems Methods Enzymol 2006 408:189–213.
[11] Buterin T., Meyer C., Giese B., Naegeli H. DNA quality control by conformational readout on the undamaged strand of the double helix Chem. Biol 2005 12, N 8:913–922.
[12] Sugasawa K., Akagi J., Nishi R., Iwai S., Hanaoka F. Two-step recognition of DNA damage for mammalian nucleotide excision repair: directional binding of the XPC complex and DNA strand scanning Mol. Cell 2009 36, N 4:642–653.
[13] Mocquet V., Kropachev K., Kolbanovskiy M., Kolbanovskiy A., Tapias A., Cai Y., Broyde S., Geacintov N. E., Egly J. M. The human DNA repair factor XPC-HR23B distinguishes stereoisomeric benzo[a]pyrenyl-DNA lesions EMBO J 2007 26, N 12 P. 2923–2932.
[14] Kropachev K., Kolbanovskii M., Cai Y., Rodriguez F., Kolbanovskii A., Liu Y., Zhang L., Amin S., Patel D., Broyde S., Geacintov N. E. The sequence dependence of human nucleotide excision repair efficiencies of benzo[a]pyrene-derived DNA lesions: insights into the structural factors that favor dual incisions J. Mol. Biol 2009 386, N 5:1193–1203.
[15] Dezhurov S. V., Khodyreva S. N., Plekhanova E. S., Lavrik O. I. A new highly efficient photoreactive analogue of dCTP. Synthesis, characterization, and application in photoaffinity modification of DNA binding proteins Bioconjug. Chem 2005 16, N 1:215–222.
[16] Nishi R., Okuda Y., Watanabe E., Mori T., Iwai S., Masutani C., Sugasawa K., Hanaoka F. Centrin 2 stimulates nucleotide excision repair by interacting with xeroderma pigmentosum group C protein Mol. Cell. Biol 2005 25, N 13:5664–5674.
[17] Evdokimov A. N., Petruseva I. O., Pestryakov P. E., Lavrik O. I. Photoactivated DNA analogs of substrates of the nucleotide excision repair system and their interaction with proteins of NERcompetent extract of HeLa cells. Synthesis and application of long model DNA Biochemistry (Mosc) 2011 76, N 1:157–166.
[18] Petruseva I. O., Tikhanovich I. S., Chelobanov B. P., Lavrik O. I. RPA repair recognition of DNA containing pyrimidines bearing bulky adducts J. Mol. Recognit 2008 21, N 3:154–162.
[19] Petruseva I. O., Tikhanovich I. S., Maltseva E. A., Safronov I. V., Lavrik O. I. Photoactivated DNA analogs of substrates of the nucleotide excision repair system and their interaction with proteins of NER-competent HeLa cell extract Biochemistry (Mosc) 2009 74, N 5:491–501.
[20] Buterin T., Hess M. T., Gunz D., Geacintov N. E., Mullenders L. H., Naegeli H. Trapping of DNA nucleotide excision repair factors by nonrepairable carcinogen adducts Cancer Res 2002 62, N 15:4229–4235.