Biopolym. Cell. 2003; 19(3):274-280.
Молекулярна та клітинна біотехнології
Суперсинте з та очищенн я метіонінамінопептидази Escherichia coli
1Славченко І. Ю., 1Борейко О. В., 1Воробей Н. В., 1Гавриш Т. Г., 1Пехота Е. Н., 1Кордюм В. А.
  1. ВНДК «Біотехнолог»
    вул. Академіка Заболотного, 150, Київ, Україна, 03680

Abstract

Метіонінамінопептидази (МАР) відіграють важливу роль у процесінгу білка. Вони вибірково видаляють N-кінцевий ме­тіонін у поліпептиду як в еу-, так і прокаріотичних клітинах. Однак при отриманні гетерологічних білків у бактеріях до­датковий N-кінцевий метіонін часто не відщеплюється. Якщо рекомбінантні білки передбачається застосовувати у клініці, то дуже важливо, щоб кінцевий продукт був ідентичним природному аналогу, инакше в нього можуть бути антигенні властивості. Тому додатковий N-кіниевий залишок метіоніну бажано видалити, що можна здійснити in vitro, обробивши рекомбінантний білок препаратом очищеної МАР Е. coli. У цій роботі розроблено ефективний метод отримання даного фер­менту з використанням системи експресії на основі РНК-полімерази фага Т7. Показано, що при культивуванні проду­цента MAP BL (рЕТ-МАР) за температури 37 °С цільовий білок накопичується переважно в нерозчинній формі з виходом 17 % від сумарних клітинних білків. Однак якщо клітини штам у-продуцента інфікувати фагом лямбда, то одержаний лізат буде вміщувати МАР у розчинній формі в значно більшій кількості, ніж неінфіковані клітини. В результаті оптимізації таких параметрів, як оптична густина культури при зара­женні і наступна температура культивування продуцента, досягнуто вихід цільового білка в кількості, що перевищує 40 % від розчинних білків, або 0,8 г/л. Рекомбінантний білок очищено з використанням іонообмінної хроматографії до го­могенності більше 90 %.

References

[1] Datta B. MAPs and POEP of the roads from prokaryotic to eukaryotic kingdoms. Biochimie. 2000;82(2):95-107.
[2] Ben-Bassat A, Bauer K, Chang SY, Myambo K, Boosman A, Chang S. Processing of the initiation methionine from proteins: properties of the Escherichia coli methionine aminopeptidase and its gene structure. J Bacteriol. 1987;169(2):751-7.
[3] Hirel PH, Schmitter MJ, Dessen P, Fayat G, Blanquet S. Extent of N-terminal methionine excision from Escherichia coli proteins is governed by the side-chain length of the penultimate amino acid. Proc Natl Acad Sci U S A. 1989;86(21):8247-51.
[4] Dalb?ge H, Bayne S, Pedersen J. In vivo processing of N-terminal methionine in E. coli. FEBS Lett. 1990;266(1-2):1-3.
[5] Vassileva-Atanassova A, Mironova R, Nacheva G, Ivanov I. N-terminal methionine in recombinant proteins expressed in two different Escherichia coli strains. J Biotechnol. 1999;69(1):63-7.
[6] Sandman K, Grayling RA, Reeve JN. Improved N-terminal processing of recombinant proteins synthesized in Escherichia coli. Biotechnology (N Y). 1995;13(5):504-6.
[7] Solbiati J, Chapman-Smith A, Miller JL, Miller CG, Cronan JE Jr. Processing of the N termini of nascent polypeptide chains requires deformylation prior to methionine removal. J Mol Biol. 1999;290(3):607-14.
[8] Warren WC, Bentle KA, Schlittler MR, Schwane AC, O'Neil JP, Bogosian G. Increased production of peptide deformylase eliminates retention of formylmethionine in bovine somatotropin overproduced in Escherichia coli. Gene. 1996;174(2):235-8.
[9] Slavchenko IYu, Boreyko EV, Gavrysh TG, Kostyuchenko IP, Kordyum VA. Biosynthesis of human basic fibroblast growth factor in soluble form in Escherichia coli and its purification. Biopolym Cell. 2003; 19(2):179-84.
[10] Chalmers JJ, Kim E, Telford JN, Wong EY, Tacon WC, Shuler ML, Wilson DB. Effects of temperature on Escherichia coli overproducing beta-lactamase or human epidermal growth factor. Appl Environ Microbiol. 1990;56(1):104-11.
[11] Slavchenko IYu. The influence of temperature on the yield soluble human alpha interferon in the system of recombinant proteins overproduction using bacteriophage lambda. Biopolym Cell. 2002; 18(5):436-41.
[12] Cohen SN, Chang AC. Genetic expression in bacteriophage lambda. 3. Inhibition of Escherichia coli nucleic acid and protein synthesis during lambda development. J Mol Biol. 1970;49(3):557-75.
[13] Drahos DJ, Hendrix RW. Effect of bacteriophage lambda infection on synthesis of groE protein and other Escherichia coli proteins. J Bacteriol. 1982;149(3):1050-63.
[14] Kochan J, Murialdo H. Stimulation of groE synthesis in Escherichia coli by bacteriophage lambda infection. J Bacteriol. 1982;149(3):1166-70.
[15] Polissi A, Goffin L, Georgopoulos C. The Escherichia coli heat shock response and bacteriophage lambda development. FEMS Microbiol Rev. 1995;17(1-2):159-69.
[16] Lee KH, Kim HS, Jeong HS, Lee YS. Chaperonin GroESL mediates the protein folding of human liver mitochondrial aldehyde dehydrogenase in Escherichia coli. Biochem Biophys Res Commun. 2002;298(2):216-24.
[17] Chao YP, Chiang CJ, Lo TE, Fu H. Overproduction of D-hydantoinase and carbamoylase in a soluble form in Escherichia coli. Appl Microbiol Biotechnol. 2000;54(3):348-53.
[18] Caspers P, Stieger M, Burn P. Overproduction of bacterial chaperones improves the solubility of recombinant protein tyrosine kinases in Escherichia coli. Cell Mol Biol (Noisy-le-grand). 1994;40(5):635-44.
[19] Luo ZH, Hua ZC. Increased solubility of glutathione S-transferase-P16 (GST-p16) fusion protein by co-expression of chaperones groes and groel in Escherichia coli. Biochem Mol Biol Int. 1998;46(3):471-7.
[20] Machida S, Yu Y, Singh SP, Kim JD, Hayashi K, Kawata Y. Overproduction of beta-glucosidase in active form by an Escherichia coli system coexpressing the chaperonin GroEL/ES. FEMS Microbiol Lett. 1998;159(1):41-6.
[21] Widersten M. Heterologous expression in Escherichia coli of soluble active-site random mutants of haloalkane dehalogenase from Xanthobacter autotrophicus GJ10 by coexpression of molecular chaperonins GroEL/ES. Protein Expr Purif. 1998;13(3):389-95.