Biopolym. Cell. 2002; 18(6):489-495.
http://dx.doi.org/10.7124/bc.00062C
Структура та функції біополімерів
Розробка мікробіосенсорів на основі вуглецевих волокон для визначення глюкози, ацетилхоліну та холіну in vivo
1Щувайло О. М., 1Данілейко Л. В., 1Архипова В. М., 1Дзядевич С. В., 1Єльська Г. В., 2Сеспугліо Р., 1Солдаткін О. П.
  1. Інститут молекулярної біології і генетики НАН України
    Вул. Академіка Заболотного, 150, Київ, Україна, 03680
  2. Університет Клода Бернара. Кафедра експериментальної медицини. Ліон
    просп. Рокфеллера, 8, Lyon Cedex 08, Франція, 69373

Abstract

Розроблено нову покращену технологію створення мікроелектродів на основі вуглецевих волокон. Виготовлені за такою технологією датчики мають довгий час життя, стійкі до електрохімічної та хімічної передобробок, а при електрохі­мічній активації демонструють високу чутливість до Н2О2 Мінімальна концентрація перекису водню, шр визначається, складає 0,5 мкМ. Створені на основі цих мікроелектродів біосенсори для визначення глюкози, ацетилхоліну та холіну також є високочутливими при роботі в модельних розчинах. Мінімальні концентрації субстратів, які можна визначити за допомогою розроблених біосенсорів, складають для глюкози – 60 мкМ, для ацетилхоліну і холіну – 1 мкМ. Така чутливість мікробіосенсорів дозволяє використовувати їх in vivo для аналізу згаданих речовин у мозку ссавців.
Повний текст: (PDF, російською)

References

[1] Norberg K. Changes in the cerebral metabolism induced by hyperventilation at different blood glucose levels. J Neurochem. 1976;26(2):353-9.
[2] Oldendorf WH, Stoller BE. Rat brain free glucose and lactate measurement by a novel method using bisecting decapitation-extrusion and enzyme denaturation at five seconds. J Neurochem. 1991;56(2):611-4.
[3] Netchiporouk LI, Shram NF, Jaffrezic-Renault N, Martelet C, Cespuglio R. In vivo brain glucose measurements: differential normal pulse voltammetry with enzyme-modified carbon fiber microelectrodes. Anal Chem. 1996;68(24):4358-64.
[4] Kenausis G, Chen Q, Heller A. Electrochemical glucose and lactate sensors based on "wired" thermostable soybean peroxidase operating continuously and stably at 37 degrees C. Anal Chem. 1997;69(6):1054-60.
[5] Fisher A, Hanin I, Lachman C. Alzheimer's and Parkinson's diseases: Strategies for research and development. New York: Plenum press, 1986.
[6] Guyenet PG, Javory AF, Beaujouan JC, Rossier BJ, Glowinski J. Effects of dopaminergic receptor agonists and antagonists on the activity of the neo-striatal cholinergic system. Brain Res. 1975;84(2):227-44.
[7] Haubrich DR, Gerber N, Pflueger AB, Zweig M. Tissue choline studied using a simple chemical assay. J Neurochem. 1981;36(4):1409-17.
[8] Roisin MP, Brassart JL, Charton G, Crepel V, Ben Ari Y. A new method for the measurement of endogenous transmitter release in localized regions of hippocampal slices. J Neurosci Methods. 1991;37(2):183-9.
[9] Kissinger PT. Microdialysis in Neuroscience. Eds T. E. Robinson, J. B. Justice. Amsterdam: Elsevier, 1991: 103-115.
[10] Tamiya E. Ultramicro acetylcholine sensor based on an enzyme-modified carbon fibre electrode. Anal Chimica Acta. 1991;250(2):129–34.
[11] Shram NF, Netchiporouk LI, Martelet C, Jaffrezic-Renault N, Bonnet C, Cespuglio R. In vivo voltammetric detection of rat brain lactate with carbon fiber microelectrodes coated with lactate oxidase. Anal Chem. 1998;70(13):2618-22.
[12] Rogers KJ, Slater P. Brain acetylcholine and monoamines during experimental catatonia. J Pharm Pharmacol. 1971;23(2):135-7.
[13] Tucek S. Problems in the organization and control of acetylcholine synthesis in brain neurons. Prog Biophys Mol Biol. 1984;44(1):1-46. Review.
[14] Larsson N, Ruzgas T, Gorton L, Kokaia M, Kissinger P, Csöregi E. Design and development of an amperometric biosensor for acetylcholine determination in brain microdialysates. Electrochim Acta. 1998;43(23):3541–54.
[15] Niwa O, Horiuchi T, Kurita R, Torimitsu K. On-line electrochemical sensor for selective continuous measurement of acetylcholine in cultured brain tissue. Anal Chem. 1998;70(6):1126-32.