Biopolym. Cell. 2002; 18(4):301-306.
http://dx.doi.org/10.7124/bc.00060F
Структура та функції біополімерів
Вплив іонного складу реакційного середовища на утворення комплексу короткого транскрипта tat-PHK ВІЛ-1 з рибозимом моделі «головка молотка» і розщеплення транскрипта рибозимом
1Маркелова Е. Ю., 1Бур’яновский Л. Н., 1Кітам О. Е., 1Краснова К. Ф., 1Швед А. Д.
  1. Інститут молекулярної біології і генетики НАН України
    Вул. Академіка Заболотного, 150, Київ, Україна, 03680

Abstract

Зв'язування рибозиму з субстратом відбувалося лише за присутності іонів Mg2+ . Іони лужних металів, як і іони амонію, також сприяли утворенню комплексів з меншою рухливістю в електрофорезі, проте це не відбивалося на ефективності розщеплення субстрату. Розщеплення короткого (47 нуклеотидів) транскрипта відбувалося з ефективністю біля 50 % у присутності іонів Mg2+ і не залежало від наявності в середовищі іонів лужних металів, у той час як ефективність розрізання подовженого субстрату (400 нуклеотидів), що містить пюй самий сайт розщеплення, була в кілька разів нижчою, а моновалентні катіони вдвічі підвищували ензиматичну активність рибозиму. Підкреслюється, що при плануванні роботи з конструювання рибозимів необхідне використання більш досконалих методичних підходів до виявлення доступних сайтів розрізання в послідовностях РНК-субстратів.
Повний текст: (PDF, російською)

References

[1] Cech TR. The chemistry of self-splicing RNA and RNA enzymes. Science. 1987;236(4808):1532-9.
[2] Hutchins CJ, Rathjen PD, Forster AC, Symons RH. Self-cleavage of plus and minus RNA transcripts of avocado sunblotch viroid. Nucleic Acids Res. 1986;14(9):3627-40.
[3] Uhlenbeck OC. A small catalytic oligoribonucleotide. Nature. 1987 Aug 13-19;328(6131):596-600.
[4] Haseloff J, Gerlach WL. Simple RNA enzymes with new and highly specific endoribonuclease activities. Nature. 1988;334(6183):585-91.
[5] Chen CJ, Banerjea AC, Harmison GG, Haglund K, Schubert M. Multitarget-ribozyme directed to cleave at up to nine highly conserved HIV-1 env RNA regions inhibits HIV-1 replication--potential effectiveness against most presently sequenced HIV-1 isolates. Nucleic Acids Res. 1992;20(17):4581-9.
[6] Sun LQ, Warrilow D, Wang L, Witherington C, Macpherson J, Symonds G. Ribozyme-mediated suppression of Moloney murine leukemia virus and human immunodeficiency virus type I replication in permissive cell lines. Proc Natl Acad Sci U S A. 1994;91(21):9715-9.
[7] Buryanovsky LN, Schved AD. In vitro specific cleavage of HIV-1 tat-RNA by catalytically active polyribonucleotide, ribozyme. Biopolym Cell. 1996;12(2):20-3.
[8] Buryanovsky LN, Shved AD. Characterization of catalytic activity in vitro of the ribozyme targeted to tat-RNA of HIV-I. Biopolym Cell. 1996;12(6):69-73.
[9] Buryanovsky LN. Effect of pH, ionic strength, and ionic composition on efficiency of hammerhead ribozyme-mediated cleavage of the tat-RNA HIV-I in vitro. Biopolym Cell. 1997;13(1):30-5.
[10] Davanloo P, Rosenberg AH, Dunn JJ, Studier FW. Cloning and expression of the gene for bacteriophage T7 RNA polymerase. Proc Natl Acad Sci U S A. 1984;81(7):2035-9.
[11] Zuker M, Jaeger JA, Turner DH. A comparison of optimal and suboptimal RNA secondary structures predicted by free energy minimization with structures determined by phylogenetic comparison. Nucleic Acids Res. 1991;19(10):2707-14.
[12] Draper DE, Xing Y, Laing LG. Thermodynamics of RNA unfolding: stabilization of a ribosomal RNA tertiary structure by thiostrepton and ammonium ion. J Mol Biol. 1995;249(2):231-8.
[13] Heus HA, Uhlenbeck OC, Pardi A. Sequence-dependent structural variations of hammerhead RNA enzymes. Nucleic Acids Res. 1990;18(5):1103-8.
[14] Woisard A, Fourrey JL, Favre A. Multiple folded conformations of a hammerhead ribozyme domain under cleavage conditions. J Mol Biol. 1994;239(3):366-70.
[15] Jayasena VK, Gold L. In vitro selection of self-cleaving RNAs with a low pH optimum. Proc Natl Acad Sci U S A. 1997;94(20):10612-7.
[16] Takagi Y, Warashina M, Stec WJ, Yoshinari K, Taira K. Recent advances in the elucidation of the mechanisms of action of ribozymes. Nucleic Acids Res. 2001;29(9):1815-34.
[17] Heidenreich O, Eckstein F. Hammerhead ribozyme-mediated cleavage of the long terminal repeat RNA of human immunodeficiency virus type 1. J Biol Chem. 1992;267(3):1904-9.
[18] Birikh KR, Berlin YA, Soreq H, Eckstein F. Probing accessible sites for ribozymes on human acetylcholinesterase RNA. RNA. 1997;3(4):429-37.
[19] Matveeva O, Felden B, Audlin S, Gesteland RF, Atkins JF. A rapid in vitro method for obtaining RNA accessibility patterns for complementary DNA probes: correlation with an intracellular pattern and known RNA structures. Nucleic Acids Res. 1997;25(24):5010-6.
[20] Shimayama T, Nishikawa S, Taira K. Generality of the NUX rule: kinetic analysis of the results of systematic mutations in the trinucleotide at the cleavage site of hammerhead ribozymes. Biochemistry. 1995;34(11):3649-54.
[21] Zoumadakis M, Tabler M. Comparative analysis of cleavage rates after systematic permutation of the NUX consensus target motif for hammerhead ribozymes. Nucleic Acids Res. 1995;23(7):1192-6.
[22] Monia BP, Johnston JF, Geiger T, Muller M, Fabbro D. Antitumor activity of a phosphorothioate antisense oligodeoxynucleotide targeted against C-raf kinase. Nat Med. 1996;2(6):668-75.
[23] Lieber A, Strauss M. Selection of efficient cleavage sites in target RNAs by using a ribozyme expression library. Mol Cell Biol. 1995;15(1):540-51.
[24] Yu Q, Pecchia DB, Kingsley SL, Heckman JE, Burke JM. Cleavage of highly structured viral RNA molecules by combinatorial libraries of hairpin ribozymes. The most effective ribozymes are not predicted by substrate selection rules. J Biol Chem. 1998;273(36):23524-33.
[25] zu Putlitz J, Yu Q, Burke JM, Wands JR. Combinatorial screening and intracellular antiviral activity of hairpin ribozymes directed against hepatitis B virus. J Virol. 1999;73(7):5381-7.
[26] Pierce ML, Ruffner DE. Construction of a directed hammerhead ribozyme library: towards the identification of optimal target sites for antisense-mediated gene inhibition. Nucleic Acids Res. 1998;26(22):5093-101.
[27] Mir AA, Lockett TJ, Hendry P. Identifying ribozyme-accessible sites using NUH triplet-targeting gapmers. Nucleic Acids Res. 2001;29(9):1906-14.