Biopolym. Cell. 2020; 36(4):313-325.
Біомедицина
Вплив мікробних протеаз на активність матриксних металопротеїназ та показники окисного стресу ранової тканини щурів з експериментальним цукровим діабетом
Мироненко О. І, Натрус Л. В., Панова Т. І., Верьовка С. В.
  1. Національний медичний університет імені О. О. Богомольця
    13, бульв. Тараса Шевченка, Київ, Україна, 01601
  2. ДУ "Інститут отоларингології ім. проф. О. С. Коломійченка НАМН України"
    ул. Зоологическая, 3, Киев, Украина, 03057

Abstract

Мета. Вивчитивпливмікробних протеаз на активністьматрикснихметалопротеїназ та показники окисного стресу ранової тканини щурів з експериментальним цукровим діабетом (ЦД). Методи.Опік шкіри моделювали тваринам без соматичної патології та на тлі ЦД, що відтворювали однократним введенням стрептозотоцину, 50 мг/кг. На рану наносили мультиферментний протеолітичний комплекс Pronase (Sigma-Aldrich, USA), отриманий з культуральної рідини Streptomiceus griseus. Вміст малоновогодіальдегіду (MDA), активність каталази (CAT), супероксид дисмутази (SOD), глутатіону (GSH) вимірювали на спектрофотометрі. Колагенолітичну активність матриксних металопротеїназ (ММРs) тканин шкіри визначали методом ензим-форезу (желатинова зимографія). Результати. При фізіологічному загоєнні рани нанесення досліджуваної композиції підвищувало активність загальних ММРs в гомогенаті у 3–14 добу загоєння, що посилювало утворення вільних радикалів та активність системи антиоксидації: CAT на 7 добу, GSH на 14 та SOD на 21 – для компенсації ушкодження тканини. На тлі ЦД застосування композиту збільшувало активність ММРs у 14–21 добу, що поліпшувало протеолітичну деградацію білків позаклітинного матриксу в стані надлишкового глікозилювання і не погіршувало стан окисного гомеостазу в рані. Висновки. Застосування препаратів екзогенних протеаз є доцільним для підсилення протеолізу, за умов переважання в тканинах глікірованих протеїнів на тлі гіперглікемії для забезпечення контрольованого протеолізу.
Keywords: Стрептозотоцин-індукований діабет, опіковарана, окисний стрес, протеоліз, загоєння

References

[1] Kateel R, Augustine AJ, Prabhu S, Ullal S, Pai M, Adhikari P. Clinical and microbiological profile of diabetic foot ulcer patients in a tertiary care hospital. Diabetes Metab Syndr. 2018;12(1):27-30.
[2] Boulton AJM. The diabetic foot. Medicine. 2018;47(2):100-5.
[3] Davis FM, Kimball A, Boniakowski A, Gallagher K. Dysfunctional Wound Healing in Diabetic Foot Ulcers: New Crossroads. Curr Diab Rep. 2018;18(1):2.
[4] Reinke JM, Sorg H. Wound repair and regeneration. Eur Surg Res. 2012;49(1):35-43.
[5] Singh K, Agrawal NK, Gupta SK, Mohan G, Chaturvedi S, Singh K. Differential Expression of Matrix Metalloproteinase-9 Gene in Wounds of Type 2 Diabetes Mellitus Cases With Susceptible -1562C>T Genotypes and Wound Severity. Int J Low Extrem Wounds. 2014;13(2):94-102.
[6] Lobmann R, Ambrosch A, Schultz G, Waldmann K, Schiweck S, Lehnert H. Expression of matrix-metalloproteinases and their inhibitors in the wounds of diabetic and non-diabetic patients. Diabetologia. 2002;45(7):1011-6.
[7] Stevens LJ, Page-McCaw A. A secreted MMP is required for reepithelialization during wound healing. Mol Biol Cell. 2012;23(6):1068-79.
[8] Enoch S, Grey JE, Harding KG. ABC of wound healing. Non-surgical and drug treatments. BMJ. 2006;332(7546):900-3.
[9] Sabino F, auf dem Keller U. Matrix metalloproteinases in impaired wound healing. Metalloproteinases in Medicine. 2015; 2:1-8.
[10] Mirastschijski U, Haaksma CJ, Tomasek JJ, Agren MS. Matrix metalloproteinase inhibitor GM 6001 attenuates keratinocyte migration, contraction and myofibroblast formation in skin wounds. Exp Cell Res. 2004;299(2):465-75.
[11] Xue M, March L, Sambrook PN, Jackson CJ. Differential regulation of matrix metalloproteinase 2 and matrix metalloproteinase 9 by activated protein C: relevance to inflammation in rheumatoid arthritis. Arthritis Rheum. 2007;56(9):2864-74.
[12] Borşa C, Grădinaru D, Ionescu C, Pena CM, Prada GI. Glycoxidative stress in aging and pathology. Rom J Gerontol Geriatr. 2018; 7(1):32-8.
[13] Verevka SV. Kompozytsiyadlyazahoyennya ran Zayavka U 2015 08389 vid 26.08.2015. Patent nakorysnu modelʹ N 105500 vid 25.03.2016, Byul. N 6 vid 25.03.2016. A 62 K 38/4 (2006.01).
[14] Sweeney PJ, Walker JM. Pronase (EC 3.4.24.4). Methods Mol Biol. 1993;16:271-6.
[15] Yamskov IA, Tichonova TV, Davankov VA. Pronase-catalyzed hydrolysis of amino acid amides. Enzyme Microb Technol. 1986; 8(4):241-4.
[16] Snoek-van Beurden PA, Von den Hoff JW. Zymographic techniques for the analysis of matrix metalloproteinases and their inhibitors. Biotechniques. 2005;38(1):73-83.
[17] Fukai T, Ushio-Fukai M. Superoxide dismutases: role in redox signaling, vascular function, and diseases. Antioxid Redox Signal. 2011;15(6):1583-606.
[18] Natrus LV, Verko NP, Ryzhko IM, Panova TI, Osadchuk YS. The dynamic of the energy metabolism of the cells of white rats skin connective tissue under the conditions of the burn injury and hyperglycemia. Medical Science of Ukraine. 2019; 14(1-2):3-10.
[19] Banerjee P, Suguna L, Shanthi C. Wound healing activity of a collagen-derived cryptic peptide. Amino Acids. 2015;47:317-28 .
[20] Natrus LV, Myronenko OI, Panova TI. Peculiarities of NF-κB-dependent proteins synthesis in connection tissue at the remodeling stage of burn wound healing. East European Scientific Journal. 2019; 50(3):40-7.
[21] Wall SJ, Bevan D, Thomas DW, Harding KG, Edwards DR, Murphy G. Differential expression of matrix metalloproteinases during impaired wound healing of the diabetes mouse. J Invest Dermatol. 2002;119(1):91-8.
[22] Briquez PS, Hubbell JA, Martino MM. Extracellular Matrix-Inspired Growth Factor Delivery Systems for Skin Wound Healing. Adv Wound Care (New Rochelle). 2015;4(8):479-489.