Посилення активності генетичного апарату зародків костистих риб після мікроін'єкції нмРНК
DOI:
https://doi.org/10.7124/bc.00000EАнотація
У зародках костистих риб, що розвиваються, штучно за допомогою мікроін’єкції збільшували вміст низькомолекулярних PHK (нмРНК). Введені в зародок в’юна мічені радіоізотопами нмРНК накопичуються в ядрах клітин зародка, що розвивається. Паралельно інтенсифікується переміщення з ядра негістонових білків (НГБ). Ін’єкція нмРНК призводить до зростання інтенсивності включення радіоактивних попередників у ДНК (на стадії пізньої бластули), в PHK (на стадіях пізньої бластули і гаструли) і в білок (на стадіях пізньої бластули, гаструли і раннього органогенезу). Таким ефектом різною мірою володіють нмРНК костистих риб, комах, амфібій і ссавців. Досліди, проведені на зародках форелі, підтвердили ці результати. Отримані дані свідчать про важливу роль нмРНК у регуляції активності геному зародка в ранньому ембріональному розвитку костистих риб.Посилання
Murray V, Holliday R. Mechanism for RNA splicing of gene transcripts. FEBS Lett. 1979;106(1):5-7.
Lerner MR, Boyle JA, Mount SM, Wolin SL, Steitz JA. Are snRNPs involved in splicing? Nature. 1980;283(5743):220-4.
Rogers J, Wall R. A mechanism for RNA splicing. Proc Natl Acad Sci U S A. 1980;77(4):1877-9.
Ohshima Y, Itoh M, Okada N, Miyata T. Novel models for RNA splicing that involve a small nuclear RNA. Proc Natl Acad Sci U S A. 1981;78(7):4471-4.
Gojobori T, Nei M. Inter-RNA homology and possible roles of small RNAs. J Mol Evol. 1981;17(4):245-50.
Yang VW, Lerner MR, Steitz JA, Flint SJ. A small nuclear ribonucleoprotein is required for splicing of adenoviral early RNA sequences. Proc Natl Acad Sci U S A. 1981;78(3):1371-5.
Padgett RA, Mount SM, Steitz JA, Sharp PA. Splicing of messenger RNA precursors is inhibited by antisera to small nuclear ribonucleoprotein. Cell. 1983;35(1):101-7.
Pliusnin AZ, Kozlov AP. Low-molecular weight nuclear RNA's. Usp Sovrem Biol. 1979;88(3):322-36.
Busch H, Reddy R, Rothblum L, Choi YC. SnRNAs, SnRNPs, and RNA processing. Annu Rev Biochem. 1982;51:617-54.
Walter P, Blobel G. Signal recognition particle contains a 7S RNA essential for protein translocation across the endoplasmic reticulum. Nature. 1982;299(5885):691-8.
Kozlov AP, Pliusnin AZ, Evtushenko VI, Seits IF. Effect of low-molecular nuclear RNA on RNA synthesis in isolated nuclei. Mol Biol (Mosk). 1978;12(1):91-9.
Kozlov AP, Pliusnin AZ, Evgushenko VI, Seits IF. Effects of low molecular weight nuclear RNAs on the activity of RNA polymerase II in isolated rat liver nuclei. Biokhimiia. 1979;44(1):27-32.
Dzidziguri DV, Tumanishvili GD nuclear juice Factors governing RNA polymerase activity. In the book.: Proc. of reports. Resp. scientific. conf. on enzymology. Tbilisi, 1981, p. 36.
Kanehisa T, Oki Y, Ikuta K. Partial specificity of low-molecular weight RNA that stimulates RNA synthesis in various tissues. Arch Biochem Biophys. 1974;165(1):146-52.
Krause MO, Ringuette M. Low molecular weight nuclear RNA from SV40-transformed WI38 cells; effect on transcription of WI38 chromatin in vitro. Biochem Biophys Res Commun. 1977;76(3):796-803.
Ringuette MJ, Gordon K, Szyszko J, Krause MO. Specific small nuclear RNAs from SV40-transformed cells stimulate transcription initiation in nontransformed isolated nuclei. Can J Biochem. 1982;60(3):252-62.
Burakova TA, Korzh VP, Shostak NA, Neifakh AA. Activation of RNA synthesis in loach embryos after injection of a nuclear extract obtained by using 0.35 M NaCl. Mol Biol (Mosk). 1980;14(4):922-7.
Burakova TA, Korzh VP, Neifakh AA. Activation of the synthesis of macromolecules by snRNA injection into loach (Misgurnus fossilis L.) embryos. Dokl Akad Nauk SSSR. 1984; 274(2):413—6.
Neifach A. The use of radiation inactivation of nuclei for studying their function in the early development of fish. Zh Obshch Biol., 1959, 20(3):202—213.
Korzh VP. Microinjection of macromolecules and mitochondria in the loach ( Misgurnus fossilis) eggs. Ontogenez. 1981; 12(2):187—92.
Neyfakh AA, Timofeyeva MN. Of the regulation of development in molecular biology. Moscow: Nauka, 1978. 337.
Solov'yeva IA, Timofeyeva MN. Low molecular weight RNA in embryogenesis loach. Mol Biol (Mosk). 1973, 7(6):908—917.
Newport J, Kirschner M. A major developmental transition in early Xenopus embryos: II. Control of the onset of transcription. Cell. 1982;30(3):687-96.
Zeller R, Nyffenegger T, De Robertis EM. Nucleocytoplasmic distribution of snRNPs and stockpiled snRNA-binding proteins during oogenesis and early development in Xenopus laevis. Cell. 1983;32(2):425-34.
Nebiolo G, Dixon GH. Characterization an subcellular localization of low molecular weight RNAs in developing trout testis. J. Cell Biol. 1982;95(2):740a.
Karavanov AA, Afanas'ev BN. Non-histone chromatin proteins. Mol Biol (Mosk). 1983;17(2):213-33.
De Robertis EM, Lienhard S, Parisot RF. Intracellular transport of microinjected 5S and small nuclear RNAs. Nature. 1982;295(5850):572-7.
Krause MO, Sohn U, Szyszko J. Promoter recognition by a small nuclear RNA. J. Cell Biol., 1983; 97(5):358a.
Berget SM. Are U4 small nuclear ribonucleoproteins involved in polyadenylation? Nature. 1984 May 10-16;309(5964):179-82.
Galli G, Hofstetter H, Stunnenberg HG, Birnstiel ML. Biochemical complementation with RNA in the Xenopus oocyte: a small RNA is required for the generation of 3' histone mRNA termini. Cell. 1983;34(3):823-8.
Mazin AL. Low-molecular-weight RNA of eukaryotes: biogenesis, subcellular localization, functions. Mol Biol (Mosk). 1983;17(4):745-83.
Forbes DJ, Kornberg TB, Kirschner MW. Small nuclear RNA transcription and ribonucleoprotein assembly in early Xenopus development. J Cell Biol. 1983;97(1):62-72.
